Dossiê Técnico - Bravecto

Empresa

MSD

Data de Publicação

16/09/2015

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Estudo de campo controlado, randomizado e cego, para avaliar o uso de comprimidos de fluralaner no controle da infestação de pulgas em cães nos EUA

Cheyney Meadows*, Frank Guerino e Fangshi Sun

Resumo

Histórico:O fluralaner, uma nova molécula isoxazolínica, fornece 12 semanas de proteção contra pulgas e carrapatos, de acordo com a descrição do rótulo.

Método: Esse estudo multicêntrico e cego para os proprietários de cães avaliou o controle de pulgas fornecido por uma única dose administrada por via oral de fluralaner (25–56 mg/kg; Bravecto™, MSD Saúde Animal) comparado a um grupo controle para o qual foram administrados três tratamentos de spinosad via oral (30 – 60 mg/kg; Comfortis®, Elanco) no intervalo de 4 semanas junto com uma coleira de amitraz (9%, Preventic®, Virbac). As famílias foram selecionadas aleatoriamente (proporção 3:1) tanto para o fluralaner (224 cães, 118 famílias) como para o controle (70 cães, 39 famílias). Em cada família, um cão com pelo menos 10 pulgas vivas na triagem foi aleatoriamente selecionado para contagem de corpo inteiro de pulgas a cada 4 semanas até a semana 12; todos os cães foram acompanhados quanto à segurança até a semana 12. Os cães cujo tratamento foi feito com fluralaner receberam duas doses adicionais nas semanas 12 e 24 para garantia de segurança e observação de palatabilidade até a semana 26.

Resultados:As médias geométricas da redução de contagem de pulgas de referência para o grupo fluralaner nas semanas 4, 8 e 12 foram 99,7%, 99,8%, e 99,8%, respectivamente; e 96,1%, 99,5%, e 99,6% para os controles com spinosad. As porcentagens de cães primários isentos de pulgas nas semanas 4, 8 e 12 foram 91,1%, 95,4%, e 95,3% para o grupo fluralaner; e 44,7%, 88,2%, e 84,4% para os controles; as diferenças foram significativas nas semanas 4 (P < 0,0001) e 12 (P = 0,0370). A melhora da Dermatite Alérgica por Picada de Pulga (DAPP) foi observada em ambos os grupos. Os comprimidos de fluralaner foram aceitos por espontânea vontade em mais de 90% das doses. O evento adverso mais comum foi o vômito, ocorrendo em 7,1% do grupo de fluralaner e 14,3% dos controles. Não foi relatado nenhum evento adverso grave relacionado ao tratamento.

Conclusões: O tratamento de cães com um só comprimido mastigável palatável aromatizado de fluralaner fornece uma opção segura e eficaz no controle de pulgas por 12 semanas, equivalente a pelo menos 3 tratamentos sequenciais com comprimidos de spinosad. Aliado ao alto nível de controle de pulgas ocorreu um alívio substancial dos sinais da DAPP.

Palavras-chave: Fluralaner, Pulgas, Spinosad, Eficácia, Segurança, Estudo de Campo

Histórico

Nas últimas três décadas foram observados avanços significativos no tratamento e controle dos ectoparasitas caninos. Pesticidas tópicos como o imidacloprid e o fipronil foram introduzidos nos anos 1990 e forneceram um conveniente controle mensal antipulgas e, para o fipronil, atividade adicional contra um amplo leque de espécies de carrapatos [1]. O uso de tais produtos, aplicados topicamente, tornou-se rotina na prática de saúde preventiva veterinária. Esses produtos (e outros que foram introduzidos mais tarde), tanto de uso isolado quanto associado a outras moléculas, reduziram ou eliminaram as infestações de pulgas e, no tratamento mensal subsequente, eliminaram a maioria das reinfestações antes que a fase de oviposição tivesse início.

Como resultado, a necessidade de aplicação concomitante de produtos químicos para o ambiente foi amplamente eliminada [2]. Entretanto, esses avanços no controle tópico de ectoparasitas apresentaram limitações, incluindo a necessidade de uma aplicação cuidadosa (e, às vezes, desafiadora) pelos proprietários, redução da eficácia como resultado da dissolução pelo enxágue do banho ou contato com a água, e a apreensão dos proprietários com relação à exposição ao ambiente doméstico [3]. Em 2007, um pulicida administrado por via oral (spinosad, Comfortis, Elanco) foi lançado, fornecendo uma via alternativa na eliminação de pulgas pelo período de um mês após o tratamento [4]. Enquanto o spinosad administrado por via oral sanou a preocupação relacionada quanto aos produtos tópicos, também falhou na eficácia contra carrapatos e manteve a necessidade de aplicação mensal.

Fluralaner é uma nova isoxazolina inseticida/acaricida que oferece o mais recente avanço no controle de ectoparasitas de cães, com 12 semanas de ação contra pulgas e carrapatos através de uma única dose administrada por via oral. Esse tratamento demonstrou ser, em um estudo de campo multicêntrico na Europa, superior a três doses sequenciais de fipronil para o controle de pulgas e também eficaz no controle de carrapatos [5].

O Bravecto™ (13,64% m/m de comprimido mastigável palatável de fluralaner, MSD Saúde Animal) é o primeiro produto cuja formulação com fluralaner foi aprovado pela FDA-USA (NADA 141- 426) e que fornece 12 semanas de proteção contra as pulgas e de 8 a 12 semanas contra os 4 gêneros mais comuns de carrapatos nos Estados Unidos (Ixodes, Dermacentor e Rhipicephalus, Amblyomma) na dosagem mínima recomendada de 25 mg/kg. Após a administração por via oral em cães, seguida ou não de alimento, o fluralaner é rapidamente absorvido, e fornece 100% de eficácia contra pulgas e carrapatos Ixodes ricinus dentro de 1 dia após o tratamento [6,7]. Os níveis sanguíneos são então mantidos e fornecem uma eficácia de >95% contra pulgas e carrapatos por mais de 12 semanas [6,7]. A segurança foi demonstrada em filhotes após repetidas administrações de mais de 280 mg/kg (cinco vezes a dose recomendada) em intervalos de 8 semanas, com início às 8 semanas de idade, e em Collies sensíveis à ivermectina, doses 3 vezes maiores do que a permitida [8,9].

O atual estudo de campo foi conduzido nos Estados Unidos para comprovar a eficácia de além de 12 semanas (84 dias) de uma dose única do comprimido mastigável palatável de fluralaner para tratamento e controle da infestação de pulgas. Esses resultados foram comparados àqueles do grupo controle tratado com spinosad e coleira de amitraz. A evidência de Dermatite Alérgica por Picada de Pulga (DAPP) não foi o critério de avaliação principal, mas um objetivo secundário verificado com a melhora de sinais básicos de DAPP em um subconjunto de cães que apresentavam sinais de DAPP. Além disso, a segurança e a palatabilidade de comprimidos de fluralaner foram avaliadas por 26 semanas (182 dias) em cães que receberam dois tratamentos adicionais em um intervalo de 12 semanas. A avaliação do controle de carrapatos fornecida por cada estudo também foi realizada.

Métodos

Esse estudo cego para o pesquisador, multicêntrico, controle positivo, foi realizado para avaliar a eficácia do controle de pulgas após a administração de comprimidos de fluralaner por proprietários de cães infestados por pulgas. Comparações foram feitas com um grupo controle que recebeu três tratamentos sequenciais de spinosad administrados via oral em intervalos de 4 semanas associado à coleira de amitraz. O protocolo de estudo foi executado através de Boas Práticas Clínicas (VICH GL9), Princípios de Conduta Internacional para Pesquisa Biomédica Envolvendo Animais, e foi revisado e aprovado por um comitê de ética.

Um consentimento por escrito foi obtido de cada proprietário de cão antes do início de qualquer atividade. O estudo foi conduzido de agosto de 2011 até junho de 2012 em 18 clínicas veterinárias situadas em nove estados diferentes – Alabama, Flórida, Kansas, Louisiana, Maine, Missouri, Carolina do Norte, Pensilvânia e Texas. Em cada local, o avaliador era o veterinário clínico, responsável pela supervisão do protocolo, comunicação com o proprietário, exame físico do animal incluindo Dermatite Alérgica por Picada de Pulga (DAPP) e supervisão da contagem de pulgas. Para manter o estudo cego, cada produto antipulgas foi atribuído a um dado cão por uma equipe cujo treinamento foi não-cego, que foi instruída para não participar dos dados de coleta de pulgas, exame físico, ou avaliação da DAPP. Essa equipe também foi responsável por quaisquer mensurações adicionais necessárias para garantir o cegamento do estudo, como a remoção da coleira de amitraz em cães do grupo controle antes que fossem examinados pela equipe cega. As coleiras foram recolocadas pelos proprietários ou pela equipe não-cega após a completa execução das atividades cegas.

Seleção e participação

As famílias selecionadas podiam ter mais de 5 cães, todos eles com pelo menos mais de 12 semanas de idade, pesando pelo menos 2 kg (4,4 lb) e que tivessem boa saúde em geral. Entretanto, cães que sofressem de doenças crônicas (p.ex., endocrinopatias, doenças cardiovasculares, convulsões) poderiam participar caso a doença estivesse estabilizada antes da adesão no estudo. Não havia restrição de raça ou sexo, mas famílias que tivessem cães prenhes ou lactantes não poderiam ser eleitas. Famílias cujos cães estivessem expostos a animais de estimação não confinados (que não cães), que pudessem hospedar pulgas (p.ex., gatos) não foram eleitas. De modo semelhante, não foram eleitas famílias cujo segundo cão não estivesse dentro dos critérios de seleção.

A contagem de pulgas por varredura do corpo inteiro por, no mínimo, 15 minutos de duração por cão, foi feita em todos os cães por um indivíduo cego para o tratamento proposto. O critério para a seleção das famílias era o de que pelo menos um cão em cada família estivesse infestado com um mínimo de 10 pulgas vivas no momento da avaliação.

Os seguintes sinais de DAPP foram avaliados separadamente por um veterinário cego para o estudo (Sem Sintoma, Leve, Moderado ou Severo): eritema [10,11], alopecia [11], pápulas [10,11], escamas [10], crostas [10] e escoriações [11]. Quando presente (i.e., Leve, Moderado ou Severo), cada sintoma foi avaliado posteriormente pelo veterinário cego levando-se em conta a localização anatômica e presença ou não de sinais indicativos de DAPP. Não havia definição de protocolo de DAPP, e o veterinário usou sua experiência e conhecimento para determinar se os sinais eram indicativos de DAPP. Evidências de DAPP não foram utilizadas como critério para seleção ou randomização.

As restrições de seleção quanto ao uso anterior de medicamentos e tratamentos antipulgas foram baseadas na informação do rótulo do produto. Os produtos cujo rótulo indicava uso mensal tinham um efeito de enxágue/washout mínimo de 30 dias, rótulos de produtos cujo uso era de duas semanas tinham um efeito de enxágue de 14 dias, e rótulos de produtos de uso semanal tinham um efeito de enxágue de 7 dias. Tratamentos que pudessem afetar a avaliação de sinais de DAPP (por exemplo, esteroides, anti-histamínicos, cremes, pomadas, banhos etc.) foram permitidos, mas qualquer dado de DAPP coletado após o tratamento do cão com tal produto foi excluído do sumário e da análise dos dados de DAPP.

Nenhum outro tratamento simultâneo para infestação de pulgas ou carrapatos foi permitido durante o período de estudo. Tosa, banho, nado ou outras atividades aquáticas foram permitidas durante o estudo, embora tenha sido pedido aos proprietários de cães participantes que removessem a coleira de amitraz temporariamente durante o contato com a água. Banho e tosa não foram permitidos nas 72 horas anteriores à contagem de pulgas, programada pelo protocolo, para evitar qualquer impacto sobre as pulgas vivas.

Para avaliar a palatabilidade dos comprimidos de fluralaner, os proprietários foram instruídos a oferecer a dose primeiramente com as próprias mãos ou em uma tigela. O proprietário anotou se a dose foi voluntariamente aceita dentro de 1 minuto ou dentro de 1-5 minutos. Caso contrário, o proprietário poderia tomar medidas alternativas para administrar a dose ao cão, como esconder os comprimidos em comidas ou petiscos. Caso esses métodos falhassem, então o proprietário poderia forçar a administração do comprimido ou contatar o pesquisador. A palatabilidade dos comprimidos de spinosad não foi avaliada.

Os proprietários foram instruídos para monitorar cães durante uma hora após a administração e a ficarem alertas para qualquer evidência de vômitos, tosse, engasgos, ânsia de vômito, salivação, presença de baba ou outros efeitos adversos. O proprietário foi instruído para contatar a clínica caso o cão vomitasse ou regurgitasse o comprimido dentro de 1 hora após a administração; nesse caso receberia uma dose extra.

Randomização e tratamento

Em cada local de estudo, as famílias escolhidas foram conduzidas aleatoriamente a um grupo de tratamento, de acordo com o delineamento randomizado em bloco, sendo o tempo de entrada no projeto o fator de blocagem. Dentro de cada bloco, os cães foram aleatoriamente distribuídos a uma razão de 3:1, tanto para o grupo fluralaner como para o grupo controle de spinosad + amitraz. Devido à evidência de que a infestação de pulgas fosse um critério de escolha e à existência de numerosos produtos aprovados para o controle de pulgas, nós decidimos não utilizar um grupo controle negativo. O spinosad disponível comercialmente foi escolhido como controle positivo, pois no início do estudo esse era o único produto administrado por via oral aprovado pelo FDA que causava a queda de pulgas e cuja atividade pulicida era de um mês. Esse produto não possui descrição de atividade contra carrapatos e nem tinha registro no FDA quanto à eficácia contra uma ampla gama de carrapatos. Como o controle de carrapatos poderia ser necessário em algumas áreas selecionadas, nós fornecemos uma coleira de amitraz devido à sua reconhecida eficácia contra carrapatos e ausência de efeito em pulgas.

Cada local tinha sua própria tabela de randomização para inscrição de famílias no grupo de tratamento; todos os cães de uma mesma família receberam o mesmo tratamento. As tabelas de randomização também incluíam um esquema de seleção randômica de cães primários em famílias que possuíssem mais de 1 cão com +/- 10 pulgas vivas no momento do recrutamento. O cão primário foi tratado de maneira idêntica aos outros cães, exceto pelo fato de que foi o único cão da família no qual a contagem de pulgas foi realizada para avaliação de eficácia nas visitas 2, 3 e 4.

O fluralaner foi administrado segundo as orientações da bula (25 – 56 mg/kg). Proprietários foram instruídos para administrar o tratamento na hora da refeição, imediatamente antes de fornecer o alimento. Doses adicionais de comprimidos de fluralaner foram fornecidas nas semanas 12 e 24 de acordo com o peso corpóreo do cão nessas visitas. Cães do grupo controle receberam uma coleira carrapaticida de amitraz a 9% mais comprimidos de spinosad na dosagem de 30 a 60 mg/kg de peso corporal segundo a bula. Os comprimidos de spinosad foram também fornecidos nas semanas 4 e 8 de acordo com a mensuração do peso do cão nas respectivas semanas. A primeira administração do tratamento proposto para qualquer cão da família, que ocorreu no dia ou imediatamente após a primeira visita, foi classificada como dia 0.

Justificativa de tamanho amostral

O cálculo do tamanho amostral baseou-se na redução significativa da contagem de pulgas desde a avaliação inicial, em cada marcação de tempo. Utilizando os dados de estudos controlados anteriores que demonstravam a eficácia do fluralaner contra pulgas, calculamos que não mais de 10 famílias seriam suficientes para fornecer 80% da força necessária para demonstrar uma redução estatisticamente significante (p < 0,05) da contagem de pulgas em nível basal. Para garantir uma inclusão regional ampla de famílias e cães, o estudo objetivou o recrutamento de 100 famílias no grupo de tratamento com fluralaner e 33 famílias no grupo controle (spinosad + amitraz). O recrutamento na razão de 3:1 forneceu ao grupo controle famílias suficientes para referência e comparação, ao passo que também aumentou a oportunidade para realizar observações de segurança no pós-tratamento do grupo fluralaner.

Avaliações de eficácia

Todos os cães do estudo fizeram retornos periódicos ao local de estudo para avaliação a cada 4 semanas, do dia 0 ao 84, com uma janela ± 2 dias na visita da semana 4 e ± 3 dias nas visitas subsequentes. Todos os locais foram treinados quanto aos procedimentos de avaliação do estudo. O cegamento de qualquer membro da equipe envolvido na avaliação do estudo foi mantido pela presença de um indivíduo não-cego (tanto o proprietário do cão quanto um membro não-cego da equipe clínica) que removia a coleira carrapaticida dos cães-controle antes que se executasse a contagem de pulgas, avaliação de DAPP, ou exame físico. Não era permitida a execução de tarefas do estudo que necessitassem cegamento (contagem de pulgas, avaliação de DAPP, exame físico) por indivíduos não-cegos. A contagem de pulgas de corpo inteiro foi executada através do uso de uma escova especial por pelo menos 15 minutos.

Se pulgas fossem retiradas durante o último minuto do procedimento, a escovação seria mantida por 5 minutos adicionais até que nenhuma pulga fosse retirada. Todas as pulgas vivas foram contadas. Membros da equipe de cada local também foram treinados para procurar manualmente por carrapatos utilizando-se um exame de corpo inteiro cuja duração era de 5 minutos. Durante o estudo, todo carrapato aderido, coletado durante as visitas clínicas ou por proprietários no intervalo entre as visitas, foi imerso em frascos selados contendo álcool para posterior identificação por um parasitologista. Dados de coleta de carrapatos foram fiscalizados, e nenhum dos produtos envolvidos no estudo foi avaliado quanto à sua eficácia contra carrapatos. Pulgas e carrapatos foram contados em cães primários em todas as visitas (semanas 0, 4, 8 e 12). Para cães não-primários, o protocolo limitou essas avaliações para a visita de adesão.

O critério de eficácia principal foi baseado na contagem de pulgas vivas em cães primários na unidade experimental nas semanas 4, 8 e 12 (dias 28, 56 e 84) comparado ao padrão de contagem. Para avaliação de outras variáveis (segurança/efeitos adversos, avaliação da DAPP, contagem e identificação de carrapatos, palatabilidade dos comprimidos de fluralaner mastigáveis aromatizados), cada cão foi a unidade experimental.

A média geométrica da contagem de pulgas vivas nos cães primários foi calculada separadamente para os cães fluralaner e controles, para cada marcação de tempo (dias 28, 56 e 84). A redução de porcentagem em cada marcação de tempo foi calculada de acordo com a equação:

Onde D0 = média geométrica inicial e Dx = média geométrica no dia x (x = 28, 56 ou 84). Os dados de contagem da média geométrica de pulgas foram transformados antes de qualquer análise através da equação Y = loge(x + 1). Os dados transformados por logaritmo foram analisados por um modelo linear misto, com mensurações repetidas, incluindo tratamento, visita e visita*tratamento como fatores fixos e o local como fator aleatório, sendo os cães primários o objeto repetido.

O modelo de mínimos quadrados foi utilizado para comparação e foi retransformado para obtermos as estimativas de contagem da média geométrica de pulgas. Um ajuste Kenward-Rogers foi utilizado para determinar os graus de liberdade do denominador para o teste de hipóteses. Foram conduzidas comparações dentro de cada grupo de tratamento entre a contagem no pré-tratamento e nos dias 28, 56 e 84 assim como entre os grupos de tratamento nos dias 28, 56 e 84. Um teste bilateral foi utilizado para cada comparação no nível de significância de Į = 0,05. A análise estatística foi feita com o software SAS (SAS Institute Inc., Cary, NC, USA, versão 9.3).

O tratamento foi considerado eficaz em cada marcação de tempo caso a redução média na contagem de pulgas vivas fosse 90% ou mais em comparação ao dia 0 e as contagens médias nos dias 28, 56 e 84 resultaram em uma diferença estatisticamente significante (P +/- 0,05) no dia 0 e inferior ao dia 0. As porcentagens de cães primários livres de pulgas (aqueles com 0 pulgas) nos dias 28, 56 e 84 (semanas 4, 8 e 12) foram comparadas entre os grupos de tratamento com fluralaner e spinosad+amitraz utilizando um teste bilateral com nível de significância Į = 0,05. Uma abordagem assintótica não-paramétrica foi utilizada para obter as estimativas para as diferenças de porcentagens entre os grupos de tratamento. StatXact v9 foi utilizado para elaborar o resumo e a análise. Todos os cães envolvidos e tratados foram incluídos na análise de segurança clínica. Dados de coleta de carrapatos foram observacionais e nenhum produto do estudo foi avaliado quanto à eficácia contra carrapatos.

Foram avaliados sinais de DAPP para todos os cães do estudo em cada visita clínica. A avaliação foi conduzida por um veterinário cego, avaliando-se a severidade (Sem Sintoma, Leve, Moderado ou Severo) e a localização anatômica dos seguintes sinais clínicos de DAPP: eritema, alopecia, pápulas, escamas, crostas e escoriação. Caso um sintoma estivesse presente, o veterinário também anotava se fosse indicativo de DAPP. Finalmente, foi registrado se o cão recebesse qualquer medicação (p.ex., esteroides, anti-histamínicos etc.) que pudessem afetar a avaliação da DAPP. A presença de sinais de DAPP em cães que não tivessem recebido quaisquer medicações interferentes foi registrada para ambos os grupos de tratamento. Foi registrada, para cada sintoma de DAPP, a porcentagem de cães cujo sintoma no recrutamento (Leve, Moderado ou Severo) resultasse na recuperação completa (Sem Sintoma) na semana 12, desde que não fossem usadas quaisquer medicações interferentes.

Avaliações de segurança

Todos os cães do presente estudo foram monitorados até a semana 12 (dia 84) quanto a avaliações de segurança, incluindo visitas clínicas a cada 4 semanas. Cães tratados com fluralaner foram monitorados até a semana 26, incluindo visitas clínicas a cada 4 semanas desde a semana 12 até a semana 24 e uma visita final na semana 26, 2 semanas após a dose final de fluralaner. Os proprietários foram instruídos para monitorar cuidadosamente cada cão após a administração do tratamento, e para observar possíveis efeitos adversos que pudessem ocorrer a qualquer momento durante o curso do estudo. Os proprietários foram orientados para documentar qualquer evento desfavorável ou não intencional (ou qualquer outra observação que julgassem conveniente) em um diário de estudo, incluindo carrapatos aderidos.

Sangue e urina de todos os cães-controle foram coletados no início (dia 0) e na semana 12 (dia 84). Sangue e urina de todos os cães tratados com fluralaner foram coletados no início (dia 0), na semana 12 e na semana 26. Amostras foram submetidas para avaliação clínico-patológica (hemograma completo, bioquímica sérica, incluindo função renal e hepática e urinálise) para determinação de qualquer efeito adverso do tratamento em potencial.

Resultados

Duzentos e noventa e quatro cães (294) de 157 famílias foram inscritos entre agosto de 2011 e dezembro de 2011 em 18 locais de estudo, com 118 cães primários selecionados para receber fluralaner (com um adicional de 106 cães contactantes das mesmas famílias) e 39 cães primários selecionados para receber spinosad + amitraz (com um adicional de 31 cães contactantes das mesmas famílias). Os cães permaneceram no estudo até junho de 2012. Aproximadamente 50% (56/118 fluralaner e 19/39 controles) das famílias envolvidas em cada grupo possuíam um único cão. Idade, sexo e peso dos dois grupos de tratamento foram equilibrados (Tabela 1). Aproximadamente um terço dos cães em cada grupo foram descritos como raça mista, sendo a raça mais comum o Chihuahua (6,7% [15/224] do grupo fluralaner; 5,7% [4/70] do grupo spinosad + amitraz), Jack Russell (4,0% [9/224] e 4,3% [3/70]), Labrador Retriever (4,0% [9/224] e 2,9% [2/70]) e Boxer (3,1% [7/224] e 4,3% [3/70]).

Da população de cães das famílias, 8,0% (18/224) do grupo fluralaner (incluindo onze cães primários) e 11,4% (8/70) do grupo spinosad + amitraz (incluindo três cães primários) não foram incluídos nas avaliações de resultados completadas no dia 84.

Um cão não-primário do grupo fluralaner foi retirado do estudo a pedido do proprietário, pois apresentou vômito logo após o primeiro tratamento; os outros dois cães da família permaneceram no estudo. Todas as outras saídas foram consideradas não-relacionadas ao tratamento mas relacionadas a diversas outras razões incluindo erro de dispensação, nãocegamento, violações de protocolo incluindo falha no retorno das visitas agendadas, e duas mortes – um cão morreu atropelado por um carro, e outro cão foi eutanasiado após complicações no quadro pré-existente de falência cardíaca.

As contagens de pulgas pré-tratamento foram semelhantes nos grupos de tratamento inscritos (Tabela 2). Em ambos os grupos de tratamento, a contagem de pulgas dos cães primários foi significativamente reduzida (P < 0,0001 e >- 90% de eficácia) em comparação à avaliação inicial em cada medida de tempo (Tabela 2). A porcentagem de cães primários livres de pulgas no grupo fluralaner foi significativamente diferente daquele spinosad + amitraz nos dias 28 e 84 (valores de P <0,0001 e =0,0370, respectivamente); mas não foi significativamente diferente no dia 56 (valor de P =0,1364).

Nenhum efeito adverso maior foi relatado tanto no grupo fluralaner quanto no grupo spinosad + amitraz. O evento adverso mais comum em cada grupo foi a emese, relatada em maior porcentagem no grupo spinosad + amitraz do que no grupo fluralaner (Tabela 3). Não houve alterações clínicas relevantes no hemograma completo, bioquímica sérica ou urinálise em cada grupo de tratamento. No início da avaliação (visita inicial), em locais como a Flórida, Missouri, Alabama, Pensilvânia e Louisiana, um total de 47 carrapatos aderidos foi encontrado em 13 cães inscritos no grupo spinosad + amitraz. Na visita 2, de um cão fluralaner foi removido um carrapato morto não-ingurgitado e na visita 3, de outro cão fluralaner, foram removidos dois carrapatos (um vivo não-ingurgitado e um morto não-ingurgitado). Na visita 4, foi removido um carrapato vivo não-ingurgitado de um cão controle.

Além dos 62 carrapatos aderidos coletados pelos pesquisadores, 14 carrapatos foram coletados pelos proprietários e entregues aos pesquisadores. Os 76 carrapatos no total foram submetidos à identificação. Nesses locais, os gêneros identificados foram Ixodes (82,9% 63/76] de todos os carrapatos submetidos), Amblyomma (13,2% [10/76]), Dermacentor (2,6% [2/76]) e Rhipicephalus (1,3% [1/76]). A avaliação de palatabilidade de comprimidos mastigáveis aromatizados de fluralaner realizada pelos proprietários foi disponibilizada para 559 de 621 doses administradas durante o curso de estudo. A palatabilidade foi consistente através das três doses (Tabela 4). Aproximadamente 80% (451/559) das doses de fluralaner foram aceitas por espontânea vontade dentro de 5 minutos após serem oferecidas e adicionais 12,5% (70/559) foram consumidos com alimento ou outro petisco.


“NA” indica que o valor ou cálculo é “não aplicável”. Nenhuma comparação de eficácia foi realizada em V1 e nenhum cão primário estava livre de
pulgas em V1.
*- Valor-P para estimativas de comparação de significância de modelos de mínimos quadrados
**- Valor-P para comparação de porcentagens utilizando-se uma abordagem assintótica não-paramétrica.

Portanto, um total de 92,5% das doses de fluralaner foram consumidas voluntariamente pelos cães nesse estudo. A resolução dos sintomas de DAPP desde a adesão ao estudo até a semana 12 (dia 84) de cães que não receberam medicação que pudesse interferir na evolução da DAPP está resumida na Tabela 5. Relativo ao padrão, na semana 12 (dia 84) houve um alto nível de resolução de todos os sintomas de DAPP em ambos os grupos.

Discussão

Uma única administração de fluralaner não só forneceu redução na contagem de pulgas equivalente a pelo menos três tratamentos mensais consecutivos de spinosad, mas também resultou significativamente em mais cães livres de pulgas na semana 4 (fluralaner 91,1% [103/113] vs spinosad 44,7% [17/38]) e no final da avaliação na semana 12 (fluralaner 95,3% [101/106] vs spinosad 84,4% [27/32]) após o início do estudo.

Esse achado de alta eficácia do fluralaner assemelhase ao relato de um estudo europeu, no qual o controle de pulgas, incluindo a porcentagem de cães livres de pulgas sob efeito do fluralaner na semana 4 pós-tratamento, foi superior àquele fornecido pelo fipronil tópico/(s)- metoprene [5]. Tal status ‘livre de pulgas’ rapidamente adquirido pelos cães tratados – e mantido por pelo menos 12 semanas – aponta o fluralaner como provedor de um avanço significativo no tratamento e controle de infestações de pulgas em cães. Tal redução na contagem de pulgas e alta taxa de completa eliminação de pulgas dos cães do estudo traduziu-se em benefícios clínicos diretos no alívio dos sintomas de DAPP. Em cada sintoma descrito de DAPP, os cães tratados com fluralaner que tinham sintomas de DAPP no momento da adesão ao estudo e que não tinham interferência de nenhuma outra medicação mostraram melhora de 80% (escamas [16/20]) a 95% (crostas [21/22]). No desenvolvimento do protocolo, foi decidido que esse registro de avaliação da DAPP poderia limitar-se àquele identificado objetivamente pelos pesquisadores. Avaliações subjetivas de prurido relatado pelos proprietários não foram, portanto, completadas. No entanto, devido ao prurido e outros sintomas de DAPP serem causados pelas picadas de pulgas, e ambos os tratamentos serem eficazes na eliminação de pulgas, pode-se esperar que entre os benefícios associados possamos incluir redução no prurido.

Esse estudo foi desenvolvido para investigar o potencial dos comprimidos de fluralaner como uma nova alternativa para controlar infestação de pulgas em cães. O estudo foi aberto aos proprietários e à equipe clínica, mas a equipe de avaliação permaneceu cega durante todo o tempo.

As únicas instruções de tratamento fornecidas aos proprietários foram: administrar os comprimidos antes das refeições e seguir as instruções do rótulo, com uma diferença de protocolo entre tratamentos relacionada ao registro de palatabilidade do fluralaner mastigável. Dois estudos similares com spinosad, dos quais somente um avaliou a palatabilidade (de maneira similar ao nosso protocolo), produziram resultados de eficácia extraordinariamente significativos [3,12]. Os resultados desses estudos são consistentes com os resultados que relatamos, indicando que avaliações de palatabilidade não alteraram os resultados de maneira nenhuma. Na visita de inscrição, foram encontrados carrapatos em 24 cães do estudo, indicando que poderia haver algum desafio com relação à exposição a carrapatos durante o estudo. Poucos carrapatos foram encontrados imediatamente após o tratamento, o que foi condizente com o relato de eficácia da coleira de amitraz, e foi comprovada a eficácia da atividade do fluralaner contra carrapatos, demonstrada em outros estudos de campo e laboratório [5,7,13].

A ausência de efeitos adversos sérios (Tabela 3) sugere a segurança de ambos os produtos, sendo que o vômito foi o evento adverso mais comumente relatado (em 7,1% [16/224] dos cães tratados três vezes com comprimidos de fluralaner durante o período de observação de 26 semanas (3 doses) e em 14,3% [10/70] dos cães do grupo controle durante o período de observação de 12 semanas (3 doses de spinosad). Em outros estudos de campo com produtos antiparasitários para cães, a taxa de vômitos variou substancialmente – taxas tão altas quanto 18% e 15% foram relatadas após o tratamento administrado por via oral de cães com comprimidos de ivermectina e comprimidos mastigáveis de ivermectina, respectivamente, e uma taxa de emese de 12% foi registrada após uma única dose tópica de selamectina ou dose administrada por via oral de spinosad [12,14,15]. Outros eventos adversos foram tipicamente transitórios e leves, comprovando a segurança do perfil do spinosad e do amitraz e indicando que o fluralaner pode ser utilizado com segurança em cães. As observações detalhadas dos proprietários, os eventos adversos sem importância associados com três tratamentos consecutivos de fluralaner durante 26 semanas e os resultados laboratoriais normais também confirmaram os relatos prévios de demonstração de segurança do fluralaner em cães [5,7-9].

Conclusão

Concluindo, os resultados desse estudo clínico demonstraram que um único tratamento com comprimido mastigável aromatizado de fluralaner, administrado ao cão pelos proprietários, fornece um nível de controle de pulgas que é ao menos equivalente àquele fornecido por 3 tratamentos consecutivos com comprimidos de spinosad junto com a coleira de amitraz. Aliado ao alto nível de controle de pulgas, um alívio substancial de sinais clínicos de DAPP também foi observado. Os comprimidos mastigáveis aromatizados de fluralaner foram considerados altamente palatáveis para os cães. Esse estudo também demonstrou um perfil favorável de segurança para o fluralaner. O estudo, portanto, demonstra que os comprimidos mastigáveis aromatizados de fluralaner oferecem um avanço significativo no tratamento e controle de infestação de pulgas em cães, fornecendo eficácia por 12 semanas através de um único tratamento.


Abreviação
DAPP: Dermatite alérgica à picada de pulgas.

Conflito de interesses

Drs. Meadows, Guerino, e Sun são contratados pela Merck Animal Health.

Contribuição dos autores

CM participou do delineamento do estudo e foi responsável pela sua coordenação e conduta e preparação de manuscrito. FG concebeu o estudo e participou do seu delineamento. FS participou do delineamento do estudo e realizou as análises estatísticas. Todos os autores leram e aprovaram o manuscrito final.

Agradecimentos

Os autores agradecem os veterinários e equipes dos locais de estudo pelos seus esforços de recrutamento e trabalho com os pacientes desse estudo. Os autores também agradecem Allyson L. Smith e Carole Therrien e equipe do The Veterinary Consultancy LLC pelo seu trabalho com os locais de estudo.

Recebido em 15 de Maio de 2014, aceito em 4 de Agosto de 2014 Publicado em 16 de Agosto de 2014

Referências

1. Dryden MW, Payne PA, Smith V, Hostetler J: Evaluation of an imidacloprid (8.8% w/w)–permethrin (44.0% w/w) topical spot-on and a fipronil (9.8% w/w)–(S)-methoprene (8.8% w/w) topical spot-on to repel, prevent attachment, and kill adult Ixodes scapularis and Amblyomma americanum ticks on dogs.Vet Ther 2006, 7:173-186

2. Rust MK: Advances in the control of Ctenocephalides felis (cat flea) on cats and dogs.Trends Parasitol 2005, 21:232-236

3. Dryden MW, Ryan WG, Bell M, Rumshalag AJ, Young LM, Synder DE: Assesment of owner-administered monthly treatments with oral spinosad or topical spot-on fipronil/(S)-methoprene in controlling fleas and associated pruritus in dogs. Vet Parasitol 2013,191:340-346

4. Snyder DE, Meye J, Zimmermann AG, Qiao M, Gissendanner SJ, Cruthers LR, Slone RI, Young DR: Preliminary studies on the effectiveness of the novel pulicide, spinosad, for the treatment and control of fleas on dogs. Vet Parasitol2007, 150:345-351.

5. Rohdich R, Roepke RKA, Zschiesche E: A randomized blinded, controlled and multi-centered field study comparing the wfficacy and safety of Bravecto (fluralaner) against Frontline (fipnoril) in flea - and tick-infested dogs. Parasite Vectors 2014, 7:83.

6. Walther FM, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: The effect on food on the pharmacokinectis of oral fluralaner in dogs. Parasit Vectors 2014, 7:83

7. NADA 141-126 bravecto Fluralaner Chewable Tablet Dogs.[http://www.fda.gov/downloads/animalveterinary/products/appovedanimaldrugproducts/foiadrugsummaries/ucm399075.pdf]

8. Walther FM, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: Safety of fluralaner chewable tablets (Bravecto), a novel systemic antiparasitic drug, in dogs after oral administration. Parasit Vectors 2014, 7:87

9. Walther FM, Paul AJ, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: Safety of fluralaner, a novel systemic antiparasitic drug, in MDR1(-/-) Colies after oral administration. Parasit Vectors 2014, 7:86

10. Medleau L, Clekis T McArthur TR, Alva R, Barrick RA, Jeannin P, Irwin J: Evaluation of fipronil spot-on in the treatment of flea allergic dermatitis in dogs. J Small Anim Pract 2003,44:71-75.

11. Bonneau S, Skowronski V, Sanquer A, Maynard L, Eun HM: Therapeutic efficacy of topical hydrocortisone aceponate in experimental flea-allergy dematitis in dogs. Aust Vet J2009, 87:287-291.

12. Robertson-Plouch C, Baker KA, Hozak RR, Zimmermann AG, Parks SC, Herr C, hart LM, Jay J, Hutchens DE, Snyder DE:Clinical field study of the safety and efficacy of spinosad chewable tablets for controlling fleas on dogs. Vet Ther 2008,9:26-36.

13. Estrada Peña A, Ascher F: Comparison of and amitrazimpregnated collar with topical administration of fipronil for preventeion of experimental and natual infestations by the brown dog tick Rhipicephalus Sanguineus. J Am Vet Med Assoc 1999,214:1799-1803.

14. Plue RE Jenigan AD, Acre KE, Coleman MW, Currin ST, Ellis AJ, Lange RI, Lange RL, Weiner DR: Field efficacy, safety and acceptability of ivermectin plus pyrantel in growing and adult dogs. In Proceedings of the Heartworm Symposium -92. Edited by Soll MD. Batavia, IL: American Heartworm Society; 1992:205-208.

15. Seward RL, Brokken ES, Plue RE: Ivermectin vs heartworm - a status update. In Proceedings of the Heartworm Symposium -86. Edited by Otto GF. Washington, DC: American Heartworm Society; 1986:1-8.

doi:10.1186/1756-3305-7-375
Cite esse artigo como:Meadows et al.: A randomized, blinded, controlled US field study to assess the use of fluralaner tablets in controlling canine flea infestations. Parasites & Vectors 2014 7:375.


Heike Williams1*, David R Young2*, Tariq Qureshi3, Hartmut Zoller1 e Anja R Heckeroth1

Resumo

Histórico:O fluralaner, uma nova isoxazolina, possui atividade tanto inseticida quanto acaricida através do bloqueio potente dos canais de cloro acionados por GABA e L-glutamato. Esse estudo investigou os efeitos in vivo e in vitro da reprodução de pulgas quando expostas ao fluralaner.

Métodos:Sangue com concentrações sub-inseticidas e variadas de fluralaner (entre 0,09 e 50,0 ng/mL) foi oferecido a´pulgas por 10 dias, utilizando-se um sistema de membranas. A interrupção da reprodução das pulgas expostas foi avaliada medindo-se a sobrevivência das pulgas, eclodibilidade dos ovos e controle da oviposição e emergência de pupas e pulgas adultas. A eficácia do fluralaner para o controle de Ctenocephalides felis in vivo em cães foi avaliada através de um ambiente doméstico simulado infestado por pulgas. Durante o período de pré-tratamento, os cães foram infestados duas vezes nos dias -28 e -21 com 100 pulgas adultas não-alimentadas para estabelecer uma população bem sucedida já no dia 0 do estudo. No dia 0, um grupo de cães foi tratado com fluralaner (Bravecto™; n = 10), enquanto outro grupo serviu como controle negativo (n=10). Seguindo o tratamento, cães foram infestados três vezes com 50 pulgas nos dias 22, 50 e 78 para simular novas infestações. Contagens de pulgas vivas foram conduzidas semanalmente em todos os cães por 12 semanas iniciando-se 1 dia antes do tratamento.

Resultados:O fluralaner inibiu potencialmente a capacidade de reprodução de pulgas in vitro. A oviposição cessou completamente com concentrações tão baixas quanto 25,0 ng/mL. Enquanto nenhum efeito ovicida foi observado, o fluralaner exerceu um efeito larvicida com concentrações excepcionalmente baixas (6,25 ng/mL). No ambiente doméstico simulado com infestação de pulgas, a eficácia do controle de pulgas em cães tratados com fluralaner foi >99% a cada mensuração de tempo no período de 12 semanas. Nenhum evento adverso foi observado nos cães tratados com fluralaner.

Conclusões:O fluralaner controla completamente a oviposição, o desenvolvimento larval e a reprodução das pulgas mesmo em concentrações sub-inseticidas. O tratamento administrado por via oral de cães com fluralaner é muito eficaz na eliminação de pulgas em um ambiente doméstico simulado com infestação de pulgas.

Palavras-chave: Ctenocephalides felis, Fluralaner, Eficácia Antipulgas, Inseticida, Reprodução, Cão, Ambiente Doméstico Simulado

Histórico

O fluralaner é uma nova molécula da classe das isoxazolinas que demonstrou potente atividade acaricida e inseticida através de um duplo mecanismo de ligação aos canais de cloro neuronais acionados por GABA e Lglutamato em invertebrados susceptíveis . O fluralaner tem alta seletividade por artrópodes e um perfil altamente seguro em vertebrados, incluindo cães. A administração por via oral de fluralaner (Bravecto™) fornece uma eficácia de 12 semanas contra infestação de pulgas e carrapatos em cães. A atividade adulticida em cães infestados por pulgas é importante, mas representa apenas parte do programa de controle de pulgas necessário à eliminação eficiente da população de pulgas. A população adulta em cães representa somente aproximadamente 5% da infestação total de pulgas em um domicílio, enquanto os 95% restantes consistem de ovos, larvas e pupas no ambiente doméstico onde vive o cão. Esses estágios de maturação irão reinfestar o cão ao se tornarem adultos. Um eficaz controle de pulgas necessita da inclusão de uma atividade adulticida altamente potente, que elimine rapidamente as pulgas após o tratamento, para que o alívio seja imediato; a manutenção da alta eficácia adulticida através do período de tratamento; e o controle da reprodução das pulgas. O fluralaner é um inseticida sistêmico que mata as pulgas que se alimentam do sangue de cães tratados. Ensaios de campo sugerem que cães tratados com fluralaner são expostos a menor quantidade de pulgas em desenvolvimento da população jovem presente no ambiente. Dessa maneira ficou demonstrada a eficácia do controle de pulgas e redução de sintomas de dermatite alérgica à picada de pulgas. [5]. Portanto, o objetivo do estudo in vitro foi investigar se as concentrações de fluralaner abaixo do efeito letal eram capazes de inibir a reprodução de pulgas e, portanto, contribuir para o controle dos estágios intermediários de pulgas no ambiente.

Além disso, um estudo simulado de ambiente doméstico foi conduzido para comprovar as propriedades do controle de fluralaner não só em cães, mas também da população externa de pulgas que poderia naturalmente ocorrer em um ambiente domiciliar onde vivesse um animal infestado.

Exposição in vitro de alimentação por membrana

Um método de alimentação por membrana [8] foi modificado para avaliar o impacto da exposição do fluralaner na reprodução de pulgas. Sangue de ovelha desfibrinado foi preparado em uma série de diluições de fluralaner para obter concentrações entre 50,0 e 0,09 ng/mL. Soluções-teste foram preparadas em dobro e cada preparação foi testada em duplicata resultando no total de 4 replicações por concentração, junto com um solvente controle fluralaner-negativo (uma concentração de solvente equivalente àquela da solução-teste mais concentrada de fluralaner) e um controle não-tratado.

Pulgas adultas não alimentadas (C. felis; 20 machos e 20 fêmeas) foram colocadas em uma unidade de plástico que foi então fechada com uma tampa telada. Uma grade dividia a unidade em 2 câmaras: uma superior, para a alimentação das pulgas, e outra, inferior, para a coleta de ovos [8]. Preparações de sangue teste ou controle (2 mL) foram colocadas em um tubo de vidro artificial, fechado por membrana, e esse conjunto foi então inserido na unidade plástica como fonte de alimento. As unidades de alimentação foram incubadas (38°C e 60% UR [umidade relativa]) por 10 dias. Preparações de sangue teste e controle-negativo foram trocadas periodicamente (nos dias 1, 3, 5 e 8) para permitir a alimentação contínua de pulgas. As pulgas foram transferidas para novas unidades plásticas nos dias 5 e 8 para facilitar a coleta de ovos. Os ovos coletados foram misturados com um meio nutritivo e incubados (a 28°C e 80% UR) no escuro por 22 (±3) dias para permitir o seu desenvolvimento. Os parâmetros registrados foram: sobrevivência de pulgas, controle de oviposição, eclodibilidade dos ovos, controle de pupas e controle da emergência de pulgas.

Estudo in vivo para avaliar a eficácia do controle de pulgas em um ambiente doméstico simulado

Vinte cães saudáveis, machos e fêmeas, de raça mista, >-12 semanas de idade foram alojados em baias individuais. Dez cães por grupo foram aleatoriamente escolhidos para receber ou um comprimido mastigável de fluralaner (Bravecto™) ou nenhum tratamento.

Cada baia continha uma cama ocupando metade do piso, cujo material era feito de carpete. Antes do tratamento, cada cão foi infestado duas vezes (28 e 21 dias pré- tratamento) com 100 C. felis adultas não-alimentadas, no intuito de estabelecer uma população de pulgas antes de iniciar o tratamento. Uma média de pulgas foi adicionada ao carpete quatro semanas antes da data do tratamento e então semanalmente durante o restante do estudo, para encorajar o desenvolvimento de uma população ativa de pulgas em estágios juvenis em cada baia. No dia do tratamento, os cães do grupo tratado receberam fluralaner na dose próxima de 25 mg/kg administrdos por via oral por um ou mais comprimidos mastigáveis aromatizados. O(s) comprimido(s) mastigável(is) foi(ram) administrado(s) pela inserção no fundo da cavidade oral, acima da língua, para estimular a deglutição. Cães do grupo controle negativo permaneceram sem tratamento.

A contagem de pulgas foi realizada em todos os cães 1 dia antes do tratamento, 1 dia após o tratamento e então a cada 7 dias até que o estudo fosse completado, 84 dias depois. Todas as pulgas vivas coletadas foram recolhidas e reinfestaram o cão após a escovação. Cada cão também foi infestado com 50 novas pulgas adultas não alimentadas nos dias 22, 50 e 78 para simular uma infestação natural pós tratamento.

Análise estatística

Cada cão individualmente era uma unidade experimental e os dados de contagem de pulgas, em cada momento de tempo, foram analisados separadamente. Dados de contagem de pulgas foram transformados [Y = loge(x + 1)] e analisados por um modelo linear misto incluindo o tratamento como fator fixo e o bloco como fator aleatório. O ajuste de Kenward-Rogers foi usado para determinar o grau de liberdade do denominador. Um teste F bicaudal foi usado dentro do modelo linear misto para comparação entre os grupos de tratamento e a significância estatística foi declarada quando P >- 0,05. O software primário usado para análise foi o SAS versão 9.3.

A eficácia foi calculada utilizando-se médias geométricas e aritméticas com a fórmula de Abbott: Eficácia (%) = 100 × (MC - MT)/MC, onde MC era o número da média geométrica ou aritmética do total de pulgas adultas nos cães não-tratados e MT o número da média geométrica ou aritmética total de pulgas adultas nos cães tratados. O estudo foi conduzido na Califórnia, EUA, de acordo com a Lei de Bem-Estar Animal, como orientado pelo Departamento de Agricultura dos Estados Unidos (USDA) e a aprovação ética foi obtida antes do seu início. O estudo foi aprovado pelo Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC no. S11453-00).

Impacto na reprodução de pulgas após exposição à membrana de alimentação in vitro

Exposição ao alimento nas concentrações de 50 ng de fluralaner/mL resultou na sobrevivência de pulgas de 78,1% (dia 2), 20,0% (dia 3), 8,7% (dia 4) e 1,2% (dia 5).

A 25 ng/mL as taxas de sobrevivência de pulgas foram 90,6% (dia 2), 67,5% (dia 3), 31,9% (dia 4) e 11,3% (dia 5). A taxa de sobrevivência das pulgas aumentou com baixas concentrações (Tabela 1). As concentrações de 50 e 25 ng fluralaner/mL alcançaram o controle completo da oviposição (100%), pois pulgas que sobreviveram por 4 ou 5 dias de repasto nessas concentrações não produziram nenhum ovo. Em concentrações tão baixas quanto 12,5 e 6,25 ng de fluralaner/mL, a oviposição foi controlada por 99,6% e 80,6%, respectivamente (Tabela 2). O fluralaner não alterou a eclosão de larvas pois a eclosão foi observada em quase todos os grupos de pulgas capazes de botar ovos (Tabela 3). O desenvolvimento de pupas foi fortemente reduzido (85,1% a 12,5 ng fluralaner/mL, 88,7% a 6,25 ng fluralaner/mL) indicando que a exposição ao fluralaner possui um potente efeito larvicida (Tabela 4). O mesmo efeito permaneceu através de 100% de controle da emergência de adultos a 12,5 ng fluralaner/mL (Tabela 5).


A-Nenhuma contagem de ovos foi feita nos dias de exposição 6 e 7.
B-Média aritmética.
NA: não aplicável, pois todas as pulgas foram mortas (Tabela 1).


A-Nenhuma avaliação de emergência de larvas foi feita nos dias 6 e 7.
NA: não aplicável pois as pulgas foram mortas ou não puseram ovos (Tabela
1 e Tabela 2).

Eficácia do controle de pulgas in vivo em um ambiente doméstico simulado

Nenhum evento adverso foi observado em quaisquer dos cães tratados com fluralaner Bravecto™ seguido à sua administração. A contagem média de pulgas (aritmética/geométrica) em cães controle não-tratados foi de 52,3/26,4 pulgas antes do dia de tratamento (dia -1) e na extensão de 5,1/1,8 a 57,1/40,6 pulgas após o tratamento. A contagem média de pulgas (aritmética/geométrica) em cães tratados com fluralaner foi de 35,0/14,1 pulgas antes do tratamento, 0/0 pulgas nos dias 1, 7, 14, 21, 28, 35, 42, 63, 77 e 84, e 0,1/0,1 pulgas nos dias 49, 56 e 70 após tratamento.


A-Nenhuma contagem de ovos foi feita nos dias de exposição 6 e 7.
B-Média aritmética.
NA: não aplicável, pois as pulgas foram mortas ou não puseram ovos
(Tabela 1 e Tabela 2).


A-Nenhuma contagem de ovos foi feita nos dias de exposição 6 e 7.
B-Média aritmética.
NA: não aplicável, pois as pulgas foram mortas ou não puseram ovos
(Tabela 1, Tabela 2 e Tabela 4).

Comparadas com o controle, essas contagens foram significativamente diferentes (P -<0,021) em todos os dias de contagem pós-tratamento. Os resultados de cálculo de eficácia foram 100% ou muito próximos de 100% em todos os momentos de tempo no póstratamento (Tabela 6).

Discussão

O fluralaner possui efeitos inibitórios potentes sobre as pulgas C. felis como demonstrado anteriormente nos experimentos in vivo e in vitro. O controle da reprodução previne a formação de uma população de pulgas no interior do domicílio. Além do estudo de campo que demonstrou que o fluralaner Bravecto™ era eficaz por 12 semanas contra pulgas em cães [5], um estudo in vitro foi realizado para investigar o efeito de fluralaner na reprodução de pulgas utilizando-se concentrações sub-inseticidas.

As concentrações de fluralaner testadas nesse estudo foram suficientemente baixas, de forma que as pulgas sobreviveram de 2 a 10 dias. Esse tempo de sobrevivência permite a reprodução de pulgas, pois ovos viáveis podem ser produzidos 24 horas após o início do repasto das pulgas. As concentrações de fluralaner testadas correlacionaram-se com os efeitos no ciclo reprodutivo. Cinquenta a 25 ng fluralaner/mL efetivamente controlaram a oviposição (postura de ovos), e 12,5 a 6,25 ng/mL reduziram drasticamente o desenvolvimento de pupas (indicando um forte efeito larvicida). Além de tudo, concentrações sub-inseticidas tão baixas quanto 12,5 ng fluralaner/mL alcançaram 100% de interrupção da reprodução de pulgas, ilustrando que o fluralaner fornece uma proteção adicional aos proprietários de cães contra a reinfestação dos seus pets no ambiente doméstico.

Os potentes efeitos in vitro na reprodução de pulgas confirmam os resultados do estudo in vivo onde os cães foram tratados com fluralaner Bravecto™ por administração via oral comparado com cães-controle não tratados em um ambiente doméstico simulado.

O ambiente foi criado de forma que permitisse o acesso dos cães a uma área forrada com carpete e com alta carga de pulgas durante o mês precedente ao tratamento com fluralaner. Isso resultou em um ambiente com uma próspera população de pulgas, incluindo todos os estágios de desenvolvimento antes da administração do tratamento, levando a um aumento crescente da carga de pulgas nos cães controle não tratados durante todo o estudo. Portanto, as pulgas estiveram continuamente presentes nos cães-controle durante o estudo, embora tenha sido observada alguma variabilidade no número de pulgas (o estudo foi delineado para fornecer uma alta carga de pulgas para os controles durante todo o período de avaliação). Seguindo o tratamento, as populações de pulgas foram eficazmente controladas nos cães tratados com fluralaner Bravecto™, com eficácia de – ou próxima de – 100% durante as 12 semanas seguintes ao tratamento.

A atividade adulticida de longa duração de fluralaner Bravecto™ fornece dois benefícios com relação ao controle de pulgas: primeiro, previne uma significativa reinfestação dos cães pelas fases imaturas do ambiente; segundo, impede que novos ovos de pulgas sejam adicionados ao ambiente, pois as fêmeas de pulgas adultas são mortas em cerca de 8 horas (antes que produzam ovos) [9]. Ambos os efeitos levam à depleção da população de pulgas no ambiente. Os estudos descritos aqui indicam que as capacidades de controle de pulgas pelo fluralaner combinam o efeito adulticida com eficácia de longa duração e, adicionalmente, prevenção efetiva da reprodução de pulgas. Esta é uma vantagem sobre adulticidas puros que são geralmente combinados com um regulador de crescimento de insetos (IGR na sigla em inglês) para fornecer o mesmo efeito.

O controle altamente eficaz das populações de pulgas no ambiente foi registrado por inseticidas aplicados pela via tópica [7], mas o mesmo não ocorreu de forma confiável com inseticidas administrados via sistêmica, avaliados previamente [10]. Os resultados de ambos os estudos in vitro e in vivo, analisados conjuntamente, apoiam o argumento da eficácia do fluralaner quanto ao controle de pulgas. Além do rápido efeito de eliminação de pulgas dentro de 8 horas [9], os estudos indicaram que o fluralaner, como sistema de tratamento sistêmico, é bem sucedido no controle do desenvolvimento de populações de pulgas no ambiente.

A eficácia dos tratamentos mensais depende da colaboração do proprietário do cão. Recentemente foi demonstrado que a colaboração do proprietário, ao se recomendar um segundo tratamento, é fraca [11], o que pode prejudicar o controle de pulgas. Os resultados relatados aqui fornecem evidência de que um único tratamento sistêmico de fluralaner Bravecto™ fornece 12 semanas de controle da população de pulgas e é uma nova ferramenta valiosa para conseguir um controle de pulgas efetivo e de longa duração em cães e em suas residências.

Conclusões

O fluralaner é um poderoso inibidor da reprodução das pulgas em seus vários estágios de desenvolvimento, inclusive em níveis de exposição abaixo da sua atividade inseticida imediata. Portanto, o tratamento com fluralaner interrompe o ciclo reprodutivo da pulga e protege tanto os cães como suas casas de infestações de pulgas por mais de 12 semanas sem necessidade de tratamento adicional.

Conflito de interesses

HW, AH e HZ são todos funcionários da Merck/MSD Saúde Animal. TQ era funcionário da Merck/MSD Saúde Animal durante o tempo de condução de estudo. DRY forneceu contrato de apoio à pesquisa.

Contribuição dos autores

HW, AH e HZ delinearam o estudo in vitro e o protocolo. HZ auxiliou na condução do estudo in vitro e foi responsável pela análise dos dados. DY e TQ prepararam o delineamento do estudo in vivo e o protocolo e foram responsáveis pela análise de dados. HW redigiu o manuscrito e todos os autores revisaram e aprovaram a versão final.

Agradecimentos

Os autores gostariam de expressar sua sincera apreciação pela assistência recebida das seguintes pessoas: Rob Armstrong forneceu valioso apoio na preparação do manuscrito. Mirjam Békefi, Angelika Raschendorfer e Annette Schmitt auxiliaram na condução do estudo in vitro. Melissa A Petersen, Robyn L Slone and Fanghsi Sun pela assistência na condução do estudo de eficácia em condições simuladas da infestação de pulgas no ambiente doméstico.

Declaração de conformidade

O estudo in vitro foi conduzido na Alemanha, como um controle negativo, estudo não BPL com compatibilidade de recursos BPL. O estudo in vivo em cães foi conduzido sob BPC pela Young Veterinary Research Services, uma organização de pesquisa contratada pelos EUA.

Descrição dos autores

MSD Animal Health Innovation GmbH, Pesquisa Antiparasitária, Zur Propstei, 55270 Schwabenheim, Germany. 2David R Young, Young Veterinary Research Services, 7243 East Avenue, Turlock, CA 95380, USA. 3Tariq Qureshi, 490 Franklin Circle, Yardley, PA 19067, USA.

Recebido: 24 Abril 2014 Aceito: 13 Junho 2014 Publicado: 19 Junho 2014

Referências

1-Gassel M, Wolf C, Noack S, Williams H, llg T: The novel isoxazoline ectoparasiticide fluralaner: Selective inhibition of arthropod Ȗ- aminobutyric acid- and L-glutamate-gated chloride channels and insecticidal/acaricidal activity. Insect Biochem Mol Biol 2014, 45: 111-124.

2- Ozoe Y: y-Aminobutyrate - and glutamate - gated chloride channels as taregets of insecticides. Adv insect Physiol 2013, 44:211-286

3-Walther FM, Allan MJ Roepke RKA, Nuernberger MC:Safety of fluralaner chewable tablets (Bravecto™), a novel systemic antiparasitic drug, in dogs after oral treatment.Parasit Vectors 2014, 7:87

3-Kilp S, Ramirez D, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernbergger MC: Pharmacokinetics of fluralaner in dogs following a single oral or intravenous administration.Parasit Vectors 2014, 7:85.

5-Rohdch N, Roepke RKA, Zschiesche E: A randomized, blinded, controlled and multi-centered field study comparing the efficacy and safety of Bravecto™ (fluralaner) against Frontline™ (fipronil) in flea- and tickinfested dogs.Parasit Vectors 2014, 7:83

6-Dryden MW: Host association, on host longevity and egg production of Ctenocephalides felis.Vet Parasitol 1989, 34:117-122

-7 Dry MW, Payne PA, Smith V, Heaney K, Sun F:Efficacy of indoxacarb applied to cats against the adult cat flea, Ctenocephalides felis, flea eggs and adult flea emergence.Parasit Vectors. 2013, 6:126

8-Wade SE, Georgi JR: Survival and reproduction of artificially fed cat fleas, Ctenocephalides felis Bouché (Siphonaptera: Pulicidae).J Med Entomol 1988, 25:186-190.

9-Bravecto EPAR summary for the public.European Medicines Agency http://www.ema.europa.eu/docs/en_GB/document_library/EPAR_Summary_for_the_public/veterinary/002526/WC500163861.pdf

10-Dryden MW, Payne PA, Smith V, Ritchie LD, Allen L:Evaluation of the ovicidal activity of lufenuron and spinosad on fleas' eggs from treated dogs.Intern J Appl Res Vet Med 2012, 10(3):198-204

11-Beck S, Schein E, Baldermann C, von Samson-Himmelstjerna G, Kohn B: Tick infestation and tick prophylaxis in dogs in the area of Berlin/Brandenburg – results of a questionnaire study. Zusammenfassung Berl Muench Tieraerztl Wochenschr 2013, 126:69-79


doi: 10.1186/1756-3305-7-275
Cite esse artigo como: Williams et al.: Fluralaner, a novel isoxazoline,
prevents flea Ctenocephalides felis reproduction in vitro and in a
simulated home environment. Parasites & Vectors 2014 7:275.

Segurança do tratamento simultâneo com Bravecto™ (fluralaner) e coleira Scalibor™ (deltametrina) em cães

Feli M Walther1*, Petr Fisara2, Mark J Allan1, Rainer K A Roepke1 and Martin C Nuernberger1

Histórico: Bravecto™ (fluralaner; MSD Saúde Animal) é um novo ectoparasiticida sistêmico para cães que fornece um controle de longa duração de pulgas e carrapatos após uma única dose administrada por via oral. A coleira Scalibor™ (deltametrina; MSD Saúde Animal) é geralmente utilizada para prevenção das picadas dos insetos vetores da leishmaniose. Esse estudo investigou a segurança do uso simultâneo de Bravecto™ e coleira Scalibor™ nos esquemas de dosagem recomendados.

Achados:Durante o período de 24 semanas não houve achados clínicos relacionados ao uso simultâneo de Bravecto™ e coleira Scalibor™ em cães, no esquema de dosagem recomendado.

Conclusões:O tratamento simultâneo de Bravecto™ e coleira Scalibor™ é bem tolerado pelos cães.

Palavras-chave: Bravecto™, Fluralaner, Cão, Segurança, Scalibor™, Deltametrina

Achados

Bravecto™ (princípio ativo: fluralaner) é um novo produto inseticida e acaricida administrado por via sistêmica. Numerosos estudos, incluindo um estudo de campo recente com cães, mostraram que uma única dose de comprimido mastigável de fluralaner administrada por via oral fornece controle de pulgas e carrapatos por doze semanas [1].

Scalibor™ (princípio ativo: deltametrina) é uma coleira que fornece um efeito repelente por mais de 6 meses contra ectoparasitas, incluindo flebótomos e mosquitos [2]. O mosquito palha Lutzomyia longipalpis é o vetor da Leishmania spp. Para proteger os cães da infestação de pulgas e carrapatos, assim como de picadas de mosquitos, ambos os produtos podem ser administrados simultaneamente. Esse estudo foi conduzido em cães saudáveis para confirmar a segurança do uso simultâneo de Bravecto™ e coleira Scalibor™ nos esquemas de uso recomendados [2,3].

Métodos

O estudo foi conduzido em Queensland, Austrália, após a obtenção da autorização das autoridades regulatórias relevantes (Departamento de Agricultura, Pesca e Florestas de Queensland, No de aprovação CA 2013/06/701).

Vinte cães saudáveis, machos e fêmeas, de várias raças foram aleatoriamente inscritos em dois grupos de estudo. No dia 0, os cães do grupo de tratamento foram equipados com coleira Scalibor™ e receberam um comprimido mastigável de Bravecto™ (fluralaner) enquanto os cães do grupo controle permaneceram sem tratamento. Cães do grupo de tratamento receberam Bravecto™ em uma segunda ocasião no dia 84. As doses administradas de fluralaner foram de 27 – 50 mg/kg. Como indicado no folheto do produto, cães foram tratados com Bravecto™ perto do horário de refeição [3], pois a biodisponibilidade do fluralaner é maior em animais alimentados [4]. Todos os cães foram cuidadosamente avaliados quanto à saúde geral durante a primeira hora consecutiva ao tratamento e foram examinados por um veterinário às 6, 12, 24, 32, 48, 56, 72, 80 horas e 4, 6, 8, 10 dias após cada tratamento com Bravecto™.

O veterinário buscou por alterações de comportamento, pelame e pele, incluindo o local de colocação da coleira, locomoção, respiração, olhos, orelhas, focinho, cavidade oral, mucosas, tempo de perfusão capilar, palpação de pulso, vômitos, fezes e urina presentes na baia, e outras alterações visíveis. As observações clínicas foram esquematizadas de forma a cobrir o período de máxima exposição sistêmica ao fluralaner [5] e o tempo para que a coleira Scalibor™ atinja sua eficácia máxima após a aplicação [2]. Portanto, sinais clínicos associados com o uso simultâneo poderiam ser mais evidentes nessas marcações de tempo. Os exames veterinários continuaram nos dias 27, 55, 83, 111, 139 e 168 (o exame incluía a avaliação de alterações de comportamento, locomoção, auscultação cardíaca e pulmonar, batimentos cardíacos, respiração, pulso, mucosas, tempo de perfusão capilar, palpação anormal, linfonodos superficiais, pele (incluindo o local de contato com a coleira), olhos, pupilas, orelhas, focinho, boca, dentes, língua, ânus, vulva, orifício peniano, glândulas mamárias, testículos, articulações, pés, coxins, temperatura retal) e observações de saúde em geral (observação dos cães em sua baia, incluindo o local de contato com a coleira) foram realizados em todos os cães uma a duas vezes ao dia. O pesquisador veterinário avaliou e anotou todos os parâmetros e todos os achados clínicos relacionados ao tratamento com Bravecto™ e/ou Scalibor™. O peso corpóreo foi mensurado semanalmente.

Em intervalos mensais, cães de ambos os grupos receberam moxidectina administrada por via oral na dose mínima de 3 mcg/kg para prevenção do verme do coração. Nenhum achado clínico foi observado nos cães do grupo controle ou no grupo de tratamento associado com a administração de moxidectina.

Discussão e resultados

Durante o período de estudo de 24 semanas não houve achados clínicos relacionados ao tratamento simultâneo de Bravecto™ e coleira Scalibor™ em cães. No grupo de tratamento, reações menores de pele, localizadas e transitórias, foram observadas no local de aplicação da coleira, e foram consideradas como resultado da ação mecânica da coleira. Essas observações não são esperadas em cães usando coleiras e são consistentes com o folheto do produto [2]; nenhuma das coleiras precisou ser removida. Tais achados não foram relatados em estudos onde somente o Bravecto™ tenha sido administrado [1,6]. Nenhum outro achado clínico relacionado ao uso de cada produto separadamente, ou o uso concomitante de Bravecto™ e coleira Scalibor™ foram observados. Não houve mudanças óbvias na média do peso corporal durante o estudo (o peso corporal médio do grupo tratado foi de 17,3 kg pré-tratamento no dia -1 e 18,1 kg no dia 168).

Conclusão

O tratamento concomitante de Bravecto™ (fluralaner) e coleira Scalibor™ (deltametrina) em cães é bem tolerado.

Conflito de interesses

FMW, PF, MJA, RKAR e MCN são funcionários da Merck/MSD Saúde Animal.

Contribuição dos autores

FMW, PF, MJA, RKAR e MCN são os autores do delineamento do estudo, monitoraram o estudo e interpretaram os resultados. Todos os autores revisaram e aprovaram a versão final do manuscrito.

Agradecimentos

Os autores agradecem Von Berky Veterinary Services, Kurwongbah, Queensland, Austrália, pelo auxílio com o estudo.

Descrição dos autores

1 MSD Animal Health Innovation GmbH, Zur Propstei, 55270 Schwabenheim, Germany. 2MSD Animal Health, 26 Artisan Road, Seven Hills, NSW 2172, Australia.

Recebido: 24 de fevereiro 2014 Aceito: 13 de março 2014 Publicado: 19 março 2014

Referências

1. Rohdich N, Roepke RKA, Zschiesche E: A randomized blinded, controlled and multi-centered field study comparing the efficacy and safety of Bravecto™(fluralaner) against Frontline™(fipronil) in flea- and tick-infested dogs. Parasit Vectors 2014 7:83

2. SPC_114758 Scalibor Protectorband 4% w/w 48cm collar for small and medium sized dogs and SPC_114757 Scalibor Protectorband 4% w/w 65 cm collar for large sized dogs;2010.

3. European Commission: Community register of veterinary medicinal products, Product information Bravecto, Annex 1 Summary of product characteristics:2014. http://ec.europa.eu/health/documents/commmunityregister/htmlv158.html

4. Walther FM, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: the effect of food on the pharmacokinectis of oral fluralaner in dogs. Parasite Vectors 2014,7:84

5. Kilp S, Ramorez D, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: Pharmacokinectis of fluralaner in dogs following single oral and intravenous administration, Parasit Vectors 2014 7:85.

6. Walter FM, Allan MJ Roepke RKA, Nuernberger MC: Safety of fluralaner chewable tablets(Bravecto™), a novel systemic antiparasitic drug, in dogs after oral administration. Parasit Vectors 2014,7:87


Cite esse artigo como: Walther et al: Safety of the concurrent treatment of dogs with Bravecto™(fluralaner) and Scalibor™ protectorband(deltametheim). Parasites & Vectors 2014 7:105

Segurança dos comprimidos mastigáveis de fluralaner (Bravecto™), uma nova droga antiparasitária sistêmica, após administração por via oral em cães

Feli M Walther*, Mark J Allan, Rainer KA Roepke e Martin C Nuernberger

Resumo

Histórico: O fluralaner é um novo inseticida e acaricida sistêmico que fornece uma longa eficácia após um único tratamento administrado por via oral em cães. Esse estudo investigou a segurança da administração de comprimidos mastigáveis de fluralaner por via oral para cães na dose mais alta recomendada e em múltiplos dessa dose.

Métodos: Trinta e dois (16 machos e 16 fêmeas) cães Beagle saudáveis de 8 semanas de idade pesando entre 2,0 – 3,6 kg na primeira administração foram incluídos nesse estudo. O fluralaner foi administrado em três ocasiões em intervalos de 8 semanas em doses de 56, 168 e 280 mg ou mais de fluralaner/kg de peso corporal, o equivalente a 1, 3 e 5 vezes a dose máxima recomendada de fluralaner; os cães tratados com placebo serviram de controle. Durante o estudo, todos os cães foram observados clinicamente, e seu estado de saúde foi cuidadosamente monitorado incluindo o desenvolvimento de peso corpóreo, consumação de alimento e mensuração de hematologia, coagulação, bioquímica sérica (incluindo a mensuração de nível de ACTH e proteína-C reativa) e urinálise.

Resultados: Não houve achados clínicos relativos ao tratamento com fluralaner. Diferenças estatisticamente significantes entre os grupos tratados e o grupo controle foram observadas para alguns parâmetros de patologia clínica e peso dos órgãos; nenhum desses achados foi considerado de relevância clínica.

Conclusão:A administração por via oral de fluralaner na dose máxima recomendada (56 mg/kg) em intervalos de 8 semanas é bem tolerada; sua margem de segurança é maior do que 5X a dose recomendada para cães saudáveis de pelo menos oito semanas de idade, pesando pelo menos 2 kg

Palavras-chave: Fluralaner, Cão, Segurança, Bravecto™

Histórico

O fluralaner é um novo produto inseticida e acaricida administrado sistemicamente que fornece longa eficácia após administração por via oral em cães. O fluralaner pertence a uma nova classe de compostos com atividade antiparasitária, as isoxazolinas. Esses compostos têm atividade contra o ácido Ȗ-aminobutírico (GABA) e canais de cloro ativados por glutamato com seletividade significativamente maior pelos neurônios do inseto do que sobre os neurônios de mamíferos. Um estudo de campo demonstrou que uma única administração de fluralaner por via oral a cães fornece pelo menos doze semanas de controle de pulgas e carrapatos.

Essa atividade de longa ação oferece um tratamento mais conveniente sobre o tratamento mensal de controle de pulgas e carrapatos, com vantagem potencial de complacência. Esse estudo foi delineado para demonstrar a segurança do tratamento sistêmico e para investigar qualquer impacto possível na saúde pela administração por via oral repetida a cães saudáveis, tanto na máxima dose recomendada quanto em múltiplas sobredoses.

Métodos

Esse estudo randomizado, de grupo paralelo e cego, incluiu 32 (16 machos e 16 fêmeas) cães Beagle de 8 semanas de idade. Um total de 24 cães recebeu fluralaner repetidamente e 8 cães receberam placebo e serviram como grupo controle. O delineamento do estudo foi baseado nos requerimentos de segurança animal VICH GL 43 para produtos farmacêuticos veterinários.

Este estudo foi conduzido na Irlanda em conformidade com a legislação nacional irlandesa de proteção animal. O plano de estudo foi aprovado pelo comitê de ética do Charles River Laboratories Preclinical Services Ireland Ltd. O número de licença experimental do pesquisador era B100/3771. Filhotes de Beagle foram selecionados para o estudo no dia -14 (início da ambientação) e foram considerados saudáveis na avaliação física e clínicopatológica iniciais. Os cães receberam sulfadiazina e trimetoprim durante a ambientação para profilaxia da coccidiose, que poderia ocorrer em colônias de cães. Amostras de fezes coletadas de todos os cães antes do início do estudo revelaram coccídeos para várias amostras; entretanto, todos os cães estavam em bom estado geral e, portanto, foram incluídos no estudo. Os cães foram alojados em uma sala climatizada (16° - 20°C), cuja duração do período de luz era de 10 horas e de escuro de 14 horas. Os cães foram alimentados com uma dieta comercial padrão nas doses recomendadas. Os cães foram alojados individualmente desde o dia -3 até o final do estudo. Todos os cães foram vacinados uma vez contra Bordetella bronchiseptica e vírus da parainfluenza canina e duas vezes (com intervalo de 5 semanas) contra o vírus da cinomose, adenovírus canino tipo 2, parvovírus canino, vírus da parainfluenza canina e Leptospira interrogans, com a segunda vacina aplicada 22 dias após o primeiro tratamento com fluralaner/placebo para infecção intestinal parasitária. Nenhum achado clínico foi observado em qualquer cão em associação com a vacinação ou vermifugação.

Os cães foram aleatoriamente alocados em grupos utilizando um procedimento de randomização em bloco. Os cães foram separados por sexo e classificados em ordem decrescente de peso. Caso dois cães tivessem o mesmo peso, seriam subclassificados pelo número decrescente do microchip. Os quatro cães mais pesados de cada sexo formaram um bloco que foi alocado randomicamente para cada um dos quatro grupos, e o processo foi repetido até que 4 fêmeas e 4 machos fossem alocados para cada grupo. Três grupos receberam fluralaner em diferentes dosagens e um grupo serviu como controle placebo. O espectro de dose recomendado de fluralaner durante o uso clínico de rotina é entre 25 e 56 mg/kg [2,4]. Esse estudo avaliou a administração por via oral de fluralaner, formulado como um comprimido mastigável, a uma dose de tratamento maior do que 1, 3 ou 5 vezes superior à recomendada, i.e. mais de 56 (grupo 1X), 168 (grupo 3X), ou 280 (grupo 5X) mg de fluralaner/kg. A formulação do comprimido utilizada foi a formulação comercial final projetada para ser comercializada como Bravecto™ [MSD Saúde Animal, 4], produzida sob Boas Práticas de fabricação (BPF). Foram administradas três doses de fluralaner a intervalos de 8 semanas (56 dias) nos dias 0, 56 e 112, com a primeira dose administrada às 8 semanas de idade (54-62 dias) e 2,0 – 3,6 kg de peso (Tabela 1).

Os cães foram pesados antes de cada tratamento com fluralaner para cálculo da dose apropriada. Um comprimido único inteiro ou uma combinação de comprimidos inteiros, contendo 112,5 mg ou 250 mg de fluralaner foram administrados a cada cão para liberar uma dose tão próxima possível quanto à da dose calculada (Tabela 2). Seguindo a administração de comprimidos, uma pequena quantidade de água foi administrada para encorajar a deglutição. Cães do grupo controle não receberam fluralaner e receberam placebo com água nos dias 0, 56 e 112. Nos dias de tratamento, os cães de todos os grupos receberam uma porção da sua ração normal diária aproximadamente 10 a 20 minutos antes do tratamento e a porção remanescente da ração diária logo após o tratamento. Os cães foram alimentados próximo ao horário do tratamento para garantir uma alta exposição sistêmica ao fluralaner, pois a biodisponibilidade do fluralaner é maior em cães alimentados.

Os cães foram observados quanto a avaliação do estado de saúde geral por duas vezes ao dia através do estudo. Além disso, todos os cães foram observados por um técnico quanto a sintomas como engasgos, salivação, regurgitação do comprimido ou vômito durante a primeira hora após o tratamento. Avaliações clínicas detalhadas foram feitas por um veterinário, que foi cego (mascarado) para o tratamento que cada cão recebeu, antes de cada tratamento e nas horas 1, 2, 3, 4 e 8 após cada tratamento. Esses exames incluíram avaliação de alterações no comportamento, pelame, locomoção, respiração, olhos (secreção, midríase, miose, opacidade córnea), mucosas, salivação, auscultação cardíaca, vômito, fezes e urina presentes na baia, e outras alterações visíveis. Exames físicos foram feitos em todos os cães por um veterinário cego nos dias -14, -7, -1, 1, 55, 57, 111, 113 e 167.

Esses exames incluíram avaliações de alterações no comportamento, locomoção, sistema musculoesquelético, pelame, pele, linfonodos superficiais, olhos, pupilas, orelhas, cavidade oral, mucosas, tempo de perfusão capilar, respiração, auscultação cardíaca e trato respiratório, frequência cardíaca, frequência respiratória, pulso, palpação anormal, temperatura retal, qualquer outra anormalidade e condição corporal de 1 (caquexia) a 5 (obesidade). A consumação de alimento individual foi registrada diariamente e o peso corporal foi registrado semanalmente através do estudo. Amostras de sangue foram coletadas para exames de patologia clínica (hematologia, coagulação, bioquímica sérica incluindo ACTH e proteína C-reativa; Tabela 3) antes do primeiro tratamento e nos dias 8, 50, 106 e 162; e para monitorar a exposição sistêmica ao fluralaner antes e 2, 7, 14 e 28 dias após cada tratamento. Amostras de urina foram coletadas antes do primeiro tratamento e nos dias 7/8, 49/50, 105/106 e 161/162.

Para completar a avaliação de segurança, todos os cães foram submetidos a um exame post mortem como exigido por VICH GL 43 [3]. No dia 168, todos os cães foram sedados por injeção intramuscular de quetamina e xilazina e então eutanasiados pela injeção intravenosa de pentobarbital sódico conforme o plano de estudo. Um exame post mortem completo foi realizado em todos os cães sob a supervisão de um veterinário patologista cego. Os órgãos selecionados foram pesados e vários tecidos foram examinados por histopatológico (Tabela 4).

Amostras de tecidos foram fixadas por formalina (epidídimos e olhos foram fixados com fixador de Davidson, e testículos em fixador de Davidson modificado) e incorporados em parafina. Fatias de microscopia foram coradas com hematoxilina e eosina. Fatias adicionais coradas com óleo vermelho O, congeladas e fixadas em formalina, foram preparadas para o coração, rim e fígado para comprovar a presença de gordura. Esfregaços de medula óssea do fêmur foram preparados e corados com coloração de May Grunewald’s Giemsa. Todas as amostras foram avaliadas por um histopatologista veterinário. Peso, consumo de alimento (medido em intervalos semanais), resultados de exame físico, parâmetros clínico-patológicos e pesos absoluto e relativo foram comparados estatisticamente entre os grupos (SAS* Language: Reference, Version 9.3, SAS Institute Inc., Cary, NC, USA) sendo 2 testes com cães utilizados individualmente como unidade experimental para avaliar a hipótese de que não há diferenças entre os grupos. Peso, consumação de alimento, parâmetros de patologia clínica (incluindo parâmetros de urinálise), frequência cardíaca e temperatura retal foram analisados utilizando-se um modelo misto de mensuração repetida de análise de covariância. Parâmetros categóricos de urinálise foram analisados utilizando-se estatística descritiva. O peso dos órgãos foi analisado usando-se modelos de análise de variância. Distribuição de frequências do número de animais com alterações durante as avaliações clínicas ou exame físico foram compiladas para parâmetros categóricos.

Para parâmetros clínico-patológicos, variações de referência específicas foram compiladas, pois esses valores foram considerados mais adequados à população canina em questão. Esse intervalo de referência incluiu resultados do grupo controle em todos os momentos de marcação de tempo (antes da dose placebo e nos dias 8, 50, 106 e 162) e dos grupos tratados com fluralaner antes do primeiro tratamento. Como apoio, o intervalo de referência de controles anteriores, do laboratório de patologia clínica ou da literatura podem ser usados para avaliar os resultados.

Todos os parâmetros de patologia clínica estatisticamente significantes que resultaram diferentes foram comparados com esse intervalo de referência específico de estudo para avaliação da relevância clínica. Valores individuais situados fora desse intervalo de referência foram analisados para possível relevância clínica. A relevância clínica foi analisada pelo pesquisador veterinário baseada nos seguintes critérios: transitoriedade (observação temporária), relação dose-resposta, valores próximos ou dentro do intervalo de referência, associação com evidência de sinais clínicos e com alteração tissular no exame post mortem ou histopatológico. O pesquisador veterinário avaliou todos os parâmetros registrados e quaisquer achados para sua relação com o tratamento de fluralaner. Quaisquer outros achados relevantes relacionados ao tratamento foram classificados como eventos adversos.

Discussão e resultados

Não houve achados relacionados ao tratamento com fluralaner para nenhum dos parâmetros avaliados. É esperado que o intervalo de tratamento de 8 semanas utilizado no presente estudo seja menor do que o intervalo de 12 semanas de tratamento recomendado para comprimidos de fluralaner na prática clínica veterinária [2,4]. Nesse estudo, um intervalo de tratamento de 8 semanas foi eleito no intuito de fornecer dados para que os clínicos possam optar por um intervalo de tratamento mais curto sob condições de campo [4], e para fornecer uma margem de segurança adicional em comparação com as condições esperadas de campo. A maior dose de fluralaner administrada durante o estudo foi a um cão de oito semanas de idade no grupo 5X (281,3 mg/kg; Tabela 2). O fluralaner foi administrado em três ocasiões, já que dados anteriores de farmacocinética (não publicados) mostraram que três tratamentos são suficientes para atingir concentrações plasmáticas estáveis.

A administração de três tratamentos sequenciais em intervalos de 8 semanas produziu um período de 24 semanas de estudo com a máxima exposição sistêmica ao fluralaner em doses cinco vezes a dose máxima recomendada de tratamento. Para assegurar um pico de concentração plasmática em cães tratados, o fluralaner foi administrado na hora da refeição, já que a biodisponibilidade do fluralaner é maior em cães alimentados [5]. Todos os cães consumiram a refeição oferecida parcial ou totalmente antes do primeiro tratamento (dia 0) e consumiram totalmente a refeição oferecida antes do segundo e do terceiro tratamentos (dia 56 e 112).

O fluralaner foi quantificável no plasma de todos os cães tratados, confirmando a absorção e exposição sistêmica. Através do estudo de 24 semanas, nenhuma diferença nas taxas de crescimento ou consumo de alimentos entre os grupos controle e em tratamento foi observada. Todos os cães foram cuidadosamente observados quanto a quaisquer achados clínicos durante as primeiras horas, seguidas do tratamento, para cobrir o rápido aumento da exposição sistêmica ao fluralaner [7] quando sintomas clínicos agudos poderiam estar mais visíveis.

Entretanto, nenhum achado clínico relativo ao tratamento com fluralaner foi observado nessas avaliações seguidas do tratamento com fluralaner nos dias 0, 56 e 112 ou durante o restante do estudo. Dois eventos de vômito ocorreram durante o estudo [7], quando os sinais clínicos agudos estariam mais aparentes. Um cão tratado pela primeira vez na dose 1X vomitou 4 horas após o tratamento. Esse cão não recebeu a segunda dose devido à meia-vida de esvaziamento gástrico de aproximadamente 3 horas em cães alimentados [8]. A absorção da dose administrada foi confirmada por concentrações plasmáticas dose-relacionadas de fluralaner. Esse cão permaneceu no estudo e não mostrou nenhum outro sinal clínico (incluindo vômito) no restante do estudo. Outro cão desenvolveu sinais de gastroenterite (vômitos e diarreia) 5 dias após a administração da primeira dose de fluralaner na dose 3X a do tratamento. O cão foi tratado com antibióticos injetáveis (enrofloxacina) e os sinais clínicos se resolveram completamente durante os próximos quatro dias. Esses sinais clínicos foram considerados não relacionados à administração de fluralaner devido ao intervalo de 5 dias entre o tratamento e o início dos sinais clínicos, assim como a rápida resolução subsequente dos sinais clínicos após o tratamento antibacteriano. Esse cão não demonstrou qualquer outro sintoma de gastroenterite e permaneceu no estudo.

Achados clínicos ocasionais foram observados em cães provenientes dos grupos tratados e de controle, durante o estudo de 168 dias (Tabela 5). Os achados clínicos incluem leve incidência de fezes anormais (pequena quantidade de fezes soltas, pequena quantidade de fezes mucoides/muco nas fezes, vestígios de sangue fresco), uma ligeira redução no escore de condição corporal (2 ou 2-3 numa escala de 1- 5), ou leve injúria superficial da pele; todos esses achados eram menores e nenhum afetou o estado geral de saúde dos cães. Essas observações foram consideradas não relacionadas com o tratamento com fluralaner porque ocorreram com uma incidência semelhante ou menor nos grupos tratados em comparação com o grupo controle e sem uma relação dose-resposta. Além disso, foram observadas fezes anormais antes do primeiro tratamento em todos os grupos. Apesar de todos os cães terem sido tratados com endoparasiticidas, certas parasitoses intestinais como coccidia ou giardia podem ter favorecido a ocorrência de casos leves de fezes anormais observadas no pré e póstratamento. Com base na frequência da distribuição do número de cães com resultados anormais durante as avaliações clínicas ou exames médicos, não houve diferenças relacionadas com a dose entre os grupos (Tabela 6). Os cães tratados foram considerados estatisticamente significantes devido à temperatura retal média menor do que os cães-controle em seis marcações de tempo (dias 55 e 167 - grupo 1X; dia 55, 111 e 167 - grupo 3X, e dia 55 - grupo 5X). Esta diferença não foi considerada de relevância clínica, pois não havia sinais clínicos ou mudanças significativas em patologia clínica nos cães tratados, e as temperaturas retais de todos os cães tratados estavam dentro da faixa observada em cães controle.

Observaram-se diferenças estatisticamente significantes entre os grupos tratados e o grupo controle para alguns parâmetros de patologia clínica e peso de órgãos, e alguns poucos resultados em marcações de tempo individuais caíram fora dos intervalos de referência. Todos esses resultados foram avaliados com base nos critérios de avaliação e não foram consideradas clinicamente relevantes. Exames histopatológicos não encontraram diferenças significativas entre os grupos tratados e o grupo controle (dados não demonstrados). A avaliação do presente estudo é consistente com a conclusão apresentada pelas autoridades.

Conclusões

Esta avaliação detalhada da segurança do fluralaner, o mais novo antiparasitário sistêmico, após a administração por via oral, em doses muito mais elevadas do que a dose de tratamento recomendada, em intervalos de 8 semanas, não revelou quaisquer eventos adversos. A administração por via oral de fluralaner, formulada como um comprimido mastigável para cães saudáveis, com doses de até 281,3 mg/kg em três ocasiões, a intervalos de 8 semanas, não levou a quaisquer achados relacionados com o tratamento que pudessem ser detectados através da observação clínica cuidadosa, avaliação clínico-patológica ou no exame macro ou microscópico. A administração por via oral de fluralaner na dose terapêutica máxima recomendada (56 mg/kg) é bem tolerada pelos cães e tem uma margem de segurança de mais de cinco vezes em cães saudáveis de oito semanas de idade ou mais e que tenham peso mínimo de 2 kg.

Conflito de interesses

FMW, MJA, RKAR e MCN são funcionários da Merck / MSD Saúde Animal.

Contribuições dos autores

FMW, MJA, RKAR e MCN foram os autores do delineamento do estudo, acompanharam o estudo e interpretaram os resultados. Todos os autores revisaram e aprovaram a versão final do manuscrito.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Charles River Laboratories Preclinical Services, Ballina, Irlanda, devido ao auxílio prestado com o estudo. Recebido: 18 dez 2013 Aceito: 03 de março de 2014 Publicado em: 7 de março de 2014

Referências

1. Ozoe Y, Asahi M, Ozoe F, Nakahira K, Mita T: The antiparasitic isoxazoline A1443 is a potent blocker of insect ligand-gated chloride channels. Bioc hem Biophys Res Commun 2010, 391:744–749.

2. Rohdich N, Roepke RKA, Zschiesche E: A randomized, blinded, controlled and multi-centered field study comparing the efficacy and safety of Bravecto™ (fluralaner) against Frontline™ (fipronil) in flea- and tick-infested dogs. Parasit Vectors 2014, 7:83.

3. VICH GL 43: Target Animal Safety for Veterinary Pharmaceutical Products. Belgium; 2008. URL: http://www.vichsec.org/pdf/0708/GL43-st7.doc

4.European Commission, Community register of veterinary products, Product information Bravecto: Annex 1 Summary of Product Characterists. Bruxelles; 2014. URL

Resistência de pulgas e carrapatos a inseticidas/acaricidas em infestações de cães e gatos

Tad B Coles1* and Michael W Dryden2

Resumo

Esta revisão define a resistência a inseticidas/acaricidas e descreve a história, evolução, tipos, mecanismos e detecção da resistência que se aplica a produtos químicos comumente usados contra pulgas e carrapatos de cães e gatos e resume a resistência relatada até o momento. Nós introduzimos o conceito de refugia tal como se aplica à resistência de pulgas e carrapatos: discute-se estratégias para minimizar o impacto e o inevitável início de resistência a classes mais novas de inseticidas. Nosso objetivo é fornecer as informações necessárias para o médico veterinário investigar e responder às reclamações de seus clientes sobre possíveis falhas de eficácia e avaliar a relativa importância da resistência enquanto os médicos veterinários lutam para aliviar os sintomas de seus pacientes e satisfazer seus clientes quando se deparam com infestações de pulgas e carrapatos difíceis de serem resolvidas. Nós concluímos que a causa da possível falha de eficácia do inseticida/acaricida se deve mais à deficiência do tratamento do que à resistência em si.

Palavras-chave: Pulga, Ctenocephalides felis, Carrapato, Rhipicephalus sanguineus, Cão, Gato, Inseticida, Acaricida, Resistência, Refugia, Refugium.

Histórico

Neste trabalho vamos revisar as informações atuais relativas à resistência de pulgas e carrapatos a inseticidas e acaricidas, respectivamente, de interesse para médicos veterinários de cães e gatos. Os veterinários precisam fornecer respostas aos proprietários de animais de estimação com expectativas insatisfeitas e há muitas razões pelas quais os clientes expressam essa insatisfação. Investigar possíveis inconsistências relacionadas ao tratamento com inseticidas/acaricidas de todos os mamíferos domésticos na residência e determinar se pets vizinhos ou animais silvestres infestados por pulgas podem estar servindo como fonte de reinfestação é imperativo e irá sempre apontar estratégias para melhorar a eficácia do tratamento e a satisfação do cliente [1]. Com frequência, os clientes levantam a questão da resistência aos inseticidas/acaricidas assim que veem evidências da presença de pulgas e carrapatos em seus pets recentemente tratados. A seguinte revisão geral da resistência a inseticidas/acaricidas, focando em espécies de pulgas e carrapatos que infestam cães e gatos, ajudará os veterinários a responder às preocupações de seus clientes.

Das cerca de 2.500 espécies de pulgas descritas, pelo menos 15 infestam cães e gatos ocasionalmente [2]. Entretanto, apenas algumas espécies de pulgas têm importância como carreadoras de doenças e pragas incômodas para cães, gatos e seus proprietários: *Contato: Tad@TadColes.com 1Medical Writing and Veterinary Consulting, Overland Park, KS 66212, USA A informação completa sobre o autor está disponível no final do artigo. Ctenocephalides felis (pulga do gato), C. canis (pulga do cão), Echidnophaga gallinacea (pulgas de aves), Pulex irritans (pulga do ser humano) e sua intimamente relacionada P. simulans [2-4]. A Ctenocephalides felis é, de longe, a pulga mais comum infestando cães e gatos ao redor do mundo [2,4,5]. Em um estudo de campo, todas as 972 amostras de pulgas obtidas de cães e gatos de 2001 a 2005, nos Estados Unidos, Reino Unido e Alemanha eram de Ctenocephalides felis.

Cães e gatos comprovadamente servem de hospedeiros intermediários para uma variedade de espécies de pulgas, adquirindo pulgas de animais silvestres e trazendo-as para casa para infestar outros animais domésticos e pessoas [2], mas é mais provável que cães e gatos sirvam como fonte original de pulgas, as quais acabam sendo transmitidas a animais silvestres urbanos, que funcionam como reservatórios hospedeiros, mantendo uma população de pulgas que reinfesta cães e gatos domésticos após tratamento. Os cães na América do Norte são mais comumente infestados com as seguintes espécies de carrapatos: Amblyomma americanum (carrapato estrela), A. maculatum (carrapato da Costa do Golfo), Dermacentor variabilis (carrapato do cão americano), D. andersoni (carrapato da madeira das Montanhas Rochosas), D. occidentalis (carrapato da Costa do Pacífico), Ixodes pacificus (carrapato de pernas pretas do oeste), I. scapularis (carrapato de pernas pretas), Otobius megnini (carrapato espinhoso de orelha) e Rhipicephalus sanguineus (carrapato marrom do cão)

Os gatos, que não são tão comumente infestados quanto os cães, são parasitados por: A. americanum, D. variabilis e I.scapularis [7]. Para esclarecimento, pulgas e carrapatos são artrópodes mas, desses dois, apenas as pulgas são insetos e, portanto, usamos inseticidas para matá-las. Carrapatos não são insetos, são aracnídeos (classe arachnida, como ácaros e aranhas) e, portanto, nós usamos acaricidas para matá-los. Diferentes compostos têm graus variáveis de propriedades inseticidas e/ou acaricidas.

Histórico e definição de resistência

O primeiro relato de resistência a inseticida/acaricida não foi em pulgas ou carrapatos. Melander levantou o tópico da resistência a inseticidas há um século, em 1914, quando ele quis saber se insetos infestantes de árvores frutíferas poderiam tornar-se resistentes a inseticidas em spray [8]. A resposta dele para a questão “Os insetos podem ser resistentes aos sprays?” foi sua descoberta de que certas populações de cochonilhas de San Jose em certos locais ainda estavam vivas mesmo depois de serem pulverizadas com concentrações de enxofre-cal que mataram todas as cochonilhas em outros locais, um relato amplamente referido como uma das primeiras evidências documentais de resistência a inseticidas. Mas, enquanto isto é frequentemente citado como evidência de resistência, o que ele realmente provou foi que diferentes populações de cochonilhas separadas por localidades tinham diferentes susceptibilidades ou tolerâncias a este inseticida. Se as diferenças eram ou não devidas à resistência genética adquirida, não se sabe.

Enquanto resistência e tolerância são frequentemente usadas de maneira indistinta, elas não são a mesma coisa. Ao contrário da resistência, a tolerância é muito mais uma tendência natural do que um resultado de pressão de seleção [9]. Certos indivíduos são mais tolerantes a uma dose de um pesticida específico do que outros. Algumas vezes é difícil diferenciar a resistência verdadeira da variação natural de susceptibilidade a pesticidas que existe como uma curva normal em toda população de pragas [10] A tolerância também é usada para descrever diferenças naturais dentre diferentes espécies ou estágios intermediários de vida de organismos [11]. Por exemplo, carrapatos são naturalmente mais tolerantes a imidacloprid do que pulgas, e Trichuris vulpis é mais tolerante ao palmoato de pirantel do que o Ancylostoma caninum. O que constitui prova de resistência e como a resistência é definida? A definição de resistência mudou com o passar do tempo. A Organização Mundial da Saúde (OMS) tem servido como coordenadora global para informação sobre resistência de vetores e sobre a padronização de medidas de resistência a pesticidas através do fornecimento de metodologia e kits de testes para medidas de resistência. Em 1957, a OMS [12] definiu resistência como “o desenvolvimento de uma habilidade para tolerar venenos que seriam letais para a maioria dos indivíduos de uma população normal da mesma espécie.” Mais tarde, em 1992, a OMS [13] definiu resistência em artrópodes como “uma característica herdada que comunica uma tolerância aumentada a um pesticida ou a um grupo de pesticidas de forma que os indivíduos resistentes sobrevivam a uma concentração de composto(s) que normalmente seria letal à espécie”. Até essa definição mais recente é problemática porque ela inclui o termo “tolerância”.

A literatura científica está cheia de diferentes definições de “resistência”, que deveriam ser consideradas assim que relatos históricos de “resistência” são revisados. Após Melander ter apresentado o tópico da resistência, as pesquisas mais frequentemente relatadas sobre resistência a inseticidas abrangeram pestes de lavouras e insetos vetores de doenças humanas, especialmente mosquitos. Os mosquitos começaram a mostrar resistência ao DDT mais ou menos ao mesmo tempo em que se notou a resistência das moscas domésticas ao DDT na Itália, em 1946 [14]. A resistência das pulgas foi percebida primeiramente em 1949 em Pulex irritans peruanas que eram resistentes ao diclodifeniltricloetano (DDT) [15]. A resistência da Ctenocephalides felis ao DDT foi primeiro relatada em 1952 seguida por relatos de resistência ao hexaclorobenzeno (BHC) e dieldrim em 1956 [16]. A resistência de carrapatos foi notada primeiramente em 1954 ao dieldrim em Rhipicephalus sanguineus [15]. A suspeita de resistência do Dermacentor variabilis ao DDT, BHC e dieldrim foi relatada em 1959 [16]. O número de espécies de artrópodes com suspeita de resistência a inseticida/acaricida aumentou para 37 em 1955, como “prova quantitativa e inquestionável” da resistência de 18 dessas espécies.

Para este trabalho, nossa definição de resistência a inseticida/acaricida é a seleção de um traço (ou traços) hereditário(s) específico(s) em uma população de artrópodes, devido ao contato dessa população com um produto químico que resulta em um aumento significativo na porcentagem dessa população que irá sobreviver a uma dose padrão desse produto (ou a um produto similar em caso de resistência cruzada).

Evolução da resistência

Indivíduos com traços genéticos que permitam a sobrevivência à exposição a um inseticida/acaricida passarão os genes à próxima geração, aumentando potencialmente a porcentagem da população que pode sobreviver à subsequente exposição ao produto químico [1]. Dentro da definição mais restrita de resistência a inseticidas/acaricidas, as inerentes diferenças de susceptibilidade baseadas em uma curva normal em uma população “normal” deveriam ser lembradas [17], porque a susceptibilidade das novas populações é comparada com a da população antiga ou “normal” quando se procura por um aumento significativo na capacidade de sobrevivência. Há três condições necessárias para que a evolução da resistência ocorra:

1. Os indivíduos da população devem ter diferenciação genética

2. Diferenças genéticas devem produzir uma diferença fenotípica

3. A diferença fenotípica deve aumentar a capacidade de sobrevivência, transferindo a resistência à próxima geração.

Genes resistentes desenvolvem-se através de processos naturais como mutação e recombinação. O uso contínuo de parasiticidas que matam artrópodes desprovidos de genes de resistência seleciona os indivíduos cujos genes são resistentes. Portanto, a resistência a inseticidas/acaricidas é essencialmente uma evolução em tempo acelerado. Os parasiticidas não causam resistência por si próprios; eles contribuem para o processo permitindo a sobrevivência de indivíduos resistentes [6]. Melander queria saber se a diferença observada na susceptibilidade ao inseticida entre as populações de cochonilhas seria o resultado da ambientação ou da imunidade, após serem expostas a pequenas quantidades de inseticidas em um período de tempo, ou se elas teriam desenvolvido uma resistência hereditária real. Se Melander conseguisse demonstrar uma diferença hereditária real entre as populações como a a responsável pela mudança na susceptibilidade ou se ele conseguisse provar a mudança nas diferenças de susceptibilidade de uma população de insetos ao longo do tempo, então ele teria documentado a resistência como aqui definida.

Tipos e mecanismos de resistência

Em 2012, a OMS expandiu sua definição de resistência a inseticidas incluindo 3 tipos de resistência [18]. Eles apresentaram esses tipos explicando que a resistência se referia a um fenômeno evolucionário pelo qual um inseto não era morto pela dose padrão de inseticida. Esses são os três tipos de resistência, ou maneiras de ver a resistência, que a OMS identificou:


• Genotipagem molecular da resistência - identificação dos genes subjacentes que conferem o traço de resistência herdada, que fornece evidência do processo evolutivo.
• Resistência fenotípica - mensuração de susceptibilidade quando submetido à dose padrão, remetendo à sua definição de resistência de 1957 como “desenvolvimento de uma habilidade, em uma cepa de insetos, para tolerar doses de venenos que seriam letais para a maioria dos indivíduos em uma população normal da mesma espécie.”
• Resistência levando a falha no controle - referindose a uma falha dos inseticidas para controlar a transmissão de doença de um inseto vetor; a preocupação da OMS era principalmente com relação à malária. Essa “falha no controle” poderia ser considerada como uma falha no controle da dermatite causada por pulgas ou falha no controle de várias doenças transmitidas por pulgas e carrapatos.

Além disso, quatro mecanismos de resistência foram identificados:


• Sensibilidade do local-alvo
• Metabólica
• Comportamental
• Cuticular ou de penetração reduzida

A sensibilidade de local-alvo refere-se à indução de resistência via alteração de enzimas e receptores neuronais de local-alvo, de forma que o inseticida/acaricida não mais se ligue de modo eficaz nesses locais e, consequentemente, nem a pulga nem o carrapato são afetados. Como exemplo, inseticidas organofosforados ou carbamatos inibem a acetilcolinesterase (AChE). A população de artrópodes torna-se resistente a esses componentes quando alguns indivíduos da população desenvolvem uma enzima AChE modificada estruturalmente, permitindo sobrevivência à exposição a inseticidas organofosforados e carbamatos que tenham capacidade de eliminar os indivíduos susceptíveis na população. A resistência metabólica depende de: a) alterações de sistemas de enzimas que os artrópodes usam para se desintoxicar de materiais estranhos ou b) impedir que o inseticida/acaricida atinja seu local de ação. Isto ocorre com esterases, oxidases, oxigenases, hidrolases e glutationa-s tranferases.

Os dois últimos tipos de resistências (comportamental e cuticular) não são tão comuns quanto as duas primeiras e são considerados menos importantes. Insetos resistentes ao comportamento possuem comportamentos que reduzem o contato com o inseticida, como a tendência aumentada de se mover para longe da área de superfície tratada. É geralmente difícil avaliar se a resistência comportamental é genética ou adaptativa [17,18]. A penetração cuticular reduzida retarda a absorção de um inseticida. Isto não é tipicamente muito efetivo a não ser que venha combinado com outros mecanismos de resistência [17}. O estudo da resistência a inseticidas/acaricidas ocorre tipicamente na seguinte sequência:


1. Resistência detectada em uma população
2. Amostras de artrópodes coletados e colonizados em laboratório
3. A colônia é submetida à pressão de seleção ao inseticida/acaricida para aumentar a frequência de indivíduos resistentes
4. Caracterização do controle genético da resistência
5. Caracterização do(s) mecanismo(s) de resistência

Problemas relacionados à detecção ou relatos de resistência em contextos clínicos

Como a resistência é detectada? Embora possa parecer que a resistência a pulgas e carrapatos seja evidente aos veterinários devido ao aumento de reclamações dos proprietários quanto à contínua detecção de pulgas e carrapatos em face ao tratamento ou pela evidência de doenças transmitidas por pulgas e carrapatos, este não é realmente o caso. Às vezes pode ser difícil para os veterinários, senão impossível, diferenciar entre a resistência dos parasitas e outras causas de ineficácia devido à multiplicidade de variáveis ambientais, de hospedeiros e clientes. Primeiramente, inconsistências na taxa de aderência dos proprietários devem ser consideradas [19]. Depois, com pulgas particularmente: há quanto tempo o tratamento com inseticidas está sendo feito? Isto é importante, dados os dois ou três meses necessários à emergência de pulgas após o início do tratamento tópico e sistêmico [1]. Os ovos de pulgas depositados nos locais antes do tratamento continuarão a se desenvolver e novas pulgas emergentes vão continuar a povoar a casa por pelo menos mais dois meses pós tratamento, independentemente do tipo de tratamento do animal

Dependendo do número de ovos e da taxa de sobrevivência das larvas, o problema pode até piorar antes de melhorar [1]. Além disso, flutuações sazonais e anuais nas populações de pulgas e carrapatos causadas por mudanças ambientais ou por um afluxo de animais silvestres servindo como hospedeiros reservatórios, podem influenciar dramaticamente a pressão de infestação [5,6] e a aparente resposta ao tratamento. Finalmente, variações naturais nas susceptibilidades de diferentes populações de pulgas e carrapatos podem certamente impactar os programas de controle. Mesmo que os veterinários possam suspeitar de resistência ou até mesmo ter encontrado resistência verdadeira, dados todos esses fatores em potencial afetando o controle, relatos de casos de falhas individuais não podem ser entendidos como resistência documentável.

O monitoramento da incidência ou prevalência de doenças causadas ou transmitidas por pulgas e transmitidas por carrapatos fornecem uma reflexão acurada da resistência a inseticidas/acaricidas? As infestações de pulgas em animais de companhia estão associadas a dermatite alérgica a picada de pulgas (DAPP), anemia por deficiência de ferro e vermes chatos Dipilidium caninum em cães e gatos; peste bubônica (causada por Yersinia pestis) em gatos; hemobartonelose (causada por Bartonella spp.) em cães, gatos e humanos; e tifo murino (causado por Rickettsiatyphi ou R. felis) em humanos [2,4]. Doenças transmitidas por carrapatos incluem Anaplasma platys, A. phagocytophilum, Borrelia burgdorferi, Babesia canis, B. gibsoni, B. microti, Borrelia lonestari, Cytauxzoon felis, Ehrlichia canis, E. chaffeensis, E. ewingii, Francisella tularensis, Hepatozoon americanum, Rickettsia rickettsii, e paralisia do carrapato [7]. A relação entre a resistência de mosquitos a inseticidas e as doenças transmitidas por vetores foi estudada mais extensivamente do que as de pulgas e carrapatos. Por mais que faça sentido que o aumento da resistência de vetores (a inseticidas) possa levar à diminuição do controle de doenças transmitidas por vetores, este não é necessariamente o caso. Alguns mosquitos resistentes a inseticidas têm capacidade física reduzida, uma vida útil mais curta, ou carregam menores quantidades de filárias, o que pode diminuir a incidência de doenças transmitidas por vetores enquanto a população de mosquitos resistentes a inseticidas aumenta [20]. Por outro lado, aumentos na população de carrapatos não relacionados à resistência podem ser associados com o aumento da incidência de doenças transmitidas por carrapatos [4]. O ponto principal é que o efeito das populações de pulgas e carrapatos inseticida/acaricidaresistentes no risco de doenças transmitidas por pulgas e carrapatos é desconhecido. Assim, o monitoramento para o aumento da incidência ou prevalência de doenças causadas ou transmitidas por pulgas e doenças transmitidas por carrapatos pode não ser um método confiável para a detecção de resistência em artrópodes.

Detecção de resistência em laboratório

Em contraste, pesquisar as populações de pulgas e carrapatos e o uso de bioensaios para comparar a susceptilidade entre as populações é uma abordagem muito mais confiável para se determinar a resistência.

Kits de testes da OMS têm sido usados há anos tanto para detectar quanto para monitorar a susceptilidade de pulgas e carrapatos [13,21]. O método de papel de filtro da OMS e suas várias modificações utilizadas para o rastreio de susceptibilidade de pulgas a vários inseticidas é discutida por Moysés [10]. Um bioensaio de aplicação tópica tem sido utilizado para comparar a atividade inseticida contra pulgas [22]. Além disso, um bioensaio com larvas de pulgas foi desenvolvido para monitorar a susceptibilidade ao imidacloprid [23]. No entanto, ao mesmo tempo em que este ensaio tem sido utilizado para avaliar dezenas de isolados, a capacidade de verificar a susceptibilidade das larvas para prever a subsequente susceptibilidade ou resistência de pulgas adultas não foi estabelecido. Para carrapatos, além dos kits de teste da OMS, a Organização para a Alimentação e Agricultura (Food and Agriculture Organization, FAO), o Teste de Pacote de Larvas (LPT) é um ensaio biológico padrão utilizado para medir a susceptibilidade do carrapato aos acaricidas [24]. O FAO-LPT envolve a colocação de larvas de carrapato em um filtro de papel tratado com uma quantidade conhecida de acaricida [24-26]. Muitos outros sistemas de bioensaios foram criados, incluindo testes de imersão de larvas e adultos.

Um microensaio de imersão larval de carrapatos (LIM) foi desenvolvido e foram estabelecidas referências de potência da droga para organofosforado, piretroide, carbamato, formamidine, lactonas macrocíclicas, e acaricidas pirazólicos para os seguintes carrapatos de importância para cães e gatos: Amblyomma americanum (carrapato estrela americano), A. maculatum (carrapato da costa do golfo), Dermacentor variabilis (carrapato do cão americano), e Rhipicephalus sanguineus (carrapato marrom do cão) [27]. Além disso, um TTL tem sido desenvolvido, envolvendo a colocação de ovos carrapato em placas multipoços para permitir a avaliação de vários produtos químicos Outro método para avaliar diferenças de suscetibilidade (e potencial resistência) é administrar compostos de teste diretamente para animais infestados com diferentes populações de pulgas ou carrapatos e comparar as contagens subsequentes de pulgas ou carrapatos, de ovos de pulgas e viabilidade de ovos de pulgas em controles negativos e grupos tratados de animais [31]. Essas avaliações podem demonstrar diferenças de suscetibilidade entre as populações e fornecer dados que são mais diretamente aplicáveis aos médicos veterinários; no entanto, estes estudos são caros e demorados e não têm sido comumente utilizados. Se as mutações genéticas estão associadas a resistência inseticida ou acaricida, então o teste para frequência de mutação genética em uma população de pulgas ou carrapatos pode medir indiretamente o nível de resistência nessa população. Ensaios de Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) foram desenvolvidos para testar individualmente as pulgas quanto à presença de mutações de genes associados com resistência a piretroides, a mutação comum à resistência de queda (knockdown, kdr) e mutações super-kdr.

O monitoramento de busca por uma nova mutação emergente é difícil. Como parte de um programa de monitoramento proativo de populações de pulgas pararedução da susceptibilidade ao imidacloprid antes do estabelecimento de resistência, sete genes codificantes para receptores nicotínicos de acetilcolina em pulgas de gatos foram identificados (o receptor pelo qual o imidacloprid provoca seu efeito inseticida) [33]. Monitorar pulgas antes que desenvolvam resistência é algo prudente, pois o imidacloprid é comumente usado contra outras espécies de insetos além de pulgas, como, por exemplo, pulgões e moscas brancas, e também porque a cigarrinha marrom (Nilaparvata lugens) tem mostrado resistência local de destino para imidacloprid [33]. Esta base de conhecimento genético irá acelerar o desenvolvimento de ensaios de PCR para detectar a resistência emergente em populações de pulgas se desenvolverem uma nova mutação para resistência ao imidacloprid. Um ensaio de PCR foi desenvolvido para testar pulgas individualmente para a "resistência a dieldrina" ou gene Rdl [34,35]. O gene Rdl está associado à resistência cruzada a fipronil em outras espécies de insetos, mas que ainda não tenha sido comprovada a associação com a resistência de pulgas aos inseticidas atualmente utilizados [36]. No entanto, os resultados de dois estudos que identificaram cepas de pulgas com susceptibilidade reduzida ao fipronil pode sugerir que algumas cepas de pulgas podem ser resistentes ao fipronil (esse assunto será discutido com mais profundidade mais para a frente) .

Uma questão muitas vezes levantada quando se discute a resistência é quanto tempo se deve esperar para se reintroduzir um inseticida após a resistência ter causado problemas de controle. Não há uma resposta fácil a essa pergunta. Por exemplo, a dieldrina não tem sido utilizada como um pesticida desde os anos 1980. Seria de se esperar que a falta de uso da dieldrina e a correspondente redução na pressão seletiva diminuísse a prevalência destes genes de resistência; no entanto, o gene Rdl ainda persiste em genomas de insetos [36]. A persistência de resistência genética varia com diferentes produtos químicos. O gene Rdl persiste em muitas espécies de insetos (mosquitos, moscas), apesar do uso descontinuado deste pesticida [38]. Por outro lado, a resistência a insetos ao DDT e organofosforados mostrou reversão rápida após a suspensão do uso e diminuição da pressão de seleção [38]. A diminuição da resistência a Ctenocephalides felis para organofosforados (clorpirifós e malathion) foi observada um ano depois que a pressão de seleção a organofosforados foi removida [39]. Outra forma de monitorar o surgimento de resistência é verificar se há modificação hereditária em sistemas enzimáticos de artrópodes usados para desintoxicar materiais estranhos ou impedir que um produto químico atinja o seu local de ação. Um exemplo deste mecanismo de desintoxicação é que o aumento da atividade de esterase em insetos anula os efeitos do piretroide e outras classes de inseticidas. O desenvolvimento de um ensaio para pesquisar pulgas com esterase elevada [40] melhorou a capacidade de tomar decisões quanto ao manejo da resistência, porque seu uso pode fornecer uma indicação preliminar de resistência pela estimação da frequência de alelos de resistência em uma população. Este processo pode fornecer um sinal de aviso prévio de resistência, melhor do que outros métodos, tais como a determinação de razão de resistência (RR). O RR é a relação entre a dose letal em cepa testada e a cepa susceptível de referência.

Relatos de resistência

Resistência a Ctenocephalides felis foi relatada para: carbamatos, organofosforados, piretroides, piretrinas, organoclorados e fipronil - mais categorias do que espécies de pulga [13,37,41,42]. Uma cepa de pulgas da Flórida teve RRs de 6,8 para a ciflutrina, 5,2 a cipermetrina, e 4,8 para o fluvalinato, em comparação com uma cepa de pulgas da Califórnia [43]. Em relação a produtos químicos atualmente utilizados nos Estados Unidos contra pulgas, foi encontrada resistência de Ctenocephalides felis para permetrina a um RR de 12 [10], clorpirifós em um RR de 10 [44], e propoxur em um RR de 4,4 [44,45]. Resistência de Ctenocephalides felis ao fipronil foi relatada em uma cepa coletada a campo a partir de uma denúncia, que teve um RR de 26 para o DL50 (Dose Letal - que matou 50% da população tratada) e um RR de 25 para o LD95 quando comparado com uma cepa suscetível de fipronil selecionada por cientistas concorrentes da indústria [37]. Nenhuma resistência cruzada a nitenpiram foi encontrada na cepa resistente ao fipronil [37], o que não é inesperado, porque os dois compostos têm diferentes modos de ação.

Enquanto os RRs são muitas vezes utilizados em ensaios de laboratório para avaliar as diferenças de sensibilidade entre as linhagens de insetos, existem muito poucos dados para verificar se essas RRs realmente são significativas para o médico veterinário em sua tentativa para eliminar uma infestação de pulgas. Um estudo analisou os RRs e a correspondente eficácia de fipronil contra pulgas em gatos [31]. Esse estudo comparou a susceptibilidade ao fipronil de cepas de pulgas de dois laboratórios diferentes colonizadas antes da introdução comercial do fipronil com uma cepa de campo da Flórida e descobriu que, enquanto fipronil foi +/- 99,5% eficaz contra adultos de todas as três cepas no primeiro dia de tratamento, a atividade residual de fipronil contra a cepa de campo foi significativamente reduzida. O RR da cepa de campo em comparação com a cepa de laboratório mais susceptível foi de apenas de 2,1, mas esse baixo RR reduziu a eficácia residual de 30 dias do fipronil de 100% para 77,3% [31]. Isto ilustra que uma grande alteração na eficácia residual pode estar associada com uma mudança relativamente pequena no RR. Além disso, quando um RR é relatado entre duas populações, não significa necessariamente que uma população é resistente (conforme definido neste artigo); ele pode simplesmente significar que o ensaio detectou diferenças em susceptibilidade entre as populações de ocorrência natural.

El-Gazzar et al. suspeitaram de resistência quando descobriram que uma cepa de pulga da Flórida foi mais tolerante do que uma da Califórnia para nove inseticidas (bendiocarb, carbaril, propoxur, clorpirifós, malathion, clorfenvinfós, diazinon, isofenfós e propetamfós) [44]. Após manter esta cepa em laboratório por um ano, durante o qual os gatos usados na produção de pulgas foram ocasionalmente tratados com 5% de pó carbaril para reduzir a irritação e perda de pelo, os pesquisadores descobriram nesta colônia de pulgas aumento da resistência por carbamatos (bendiocarb, carbaril, e propoxur), diminuição da resistência por organofosforados (clorpirifós e malathion), e resistência inalterada em direção clorfenvinfós, diazinon, isofenfós e propetamfós [39]. Eles suspeitavam de que a exposição da colônia ao carbaril induziu aumento da resistência aos carbamatos.

Um ensaio de laboratório capaz de monitorar a susceptibilidade de Ctenocephalides felis a imidacloprid [23,44,46] foi feito para encontrar populações com sensibilidade diminuída, as quais foram, em seguida, novamente testadas a uma dose diagnóstica de 3 ppm para avaliar resistência [6,47]. Cepas de pulgas com emergência dos adultos >5% após a exposição ao tratamento com imidacloprid (6 dessas cepas foram reportadas em 2006 e 22 em 2011) foram investigadas; No entanto, nenhum destes isolados foi classificado pelo bioensaio como resistente a imidacloprid [6,47]. A cepa KS1 de Ctenocephalides felis, que foi coletada de cães e gatos em um abrigo do Kansas em 1990 e desde então tem sido mantida em laboratório, documentou resistência ou susceptibilidade reduzida natural para carbaril, clorpirifós, fenthion, fipronil, imidacloprid, permetrina, piretrinas e espinosad [23,31,32,48-52]. Com base em bioensaios e análises genéticas da causa da queda da eficácia piretroides e organofosforados com esta cepa, é provável que a resistência seja verdadeira [32,48,49]. No entanto, inseticidas como o fipronil, imidacloprid e spinosad, que também apresentaram redução da atividade contra a cepa KS1 [23,31,50-52] foram comercialmente introduzidas no mercado dos Estados Unidos 6 anos (fipronil e imidacloprid) ou 17 anos (spinosad) depois que a cepa KS1 foi colonizada. A atividade residual de 28-30 dias de fipronil, imidacloprid e spinosad variam entre 95% a 100% com outras cepas de pulgas, mas é marcadamente reduzida quando testada contra a cepa de KS1 [31,50,53,54]. Em contraste, outros inseticidas de ação residual introduzidos recentemente e atualmente usados (indoxacarb, dinotefuran e selamectina) têm excelente atividade residual contra pulgas de cepa KS1 [50-52,55].

A cepa de pulga KS1 foi isolada sem exposição aos inseticidas mais recentes e sem introdução de pulgas de fora da colônia. Poderia a cepa KS1 ter desenvolvido resistência ao fipronil, imidacloprid e spinosad? Será que a KS1 tem uma redução de susceptibilidade inata? Será que a falta de eficácia devida à seleção prévia da KS1 está associada com uma substância química diferente que transmitiu uma resistência cruzada a esses produtos químicos? De acordo com Reinemeyer e Nielsen [56], os colegas parasitologistas gostam de dizer que "em algum lugar no mundo existem vermes resistentes a uma classe de drogas que não foi descoberta ainda". Mas são esses parasitas (verdadeiramente resistentes na completa acepção do termo) tolerantes ou eles simplesmente têm uma suscetibilidade naturalmente reduzida? Se a população de parasitas ainda não foi exposta ao parasiticida (ou a um parasiticida relacionado) e não evoluiu (através da seleção) para sobreviver à exposição, então essa população não pode ser classificada como resistente. Mesmo que a droga não seja letal para a população e mesmo que uma percentagem maior que a esperada dessa população sobreviva à exposição por esse parasiticida, essa população não é resistente, por definição. A causa da diminuição da eficácia pode ser tolerância caso existam diferenças de susceptibilidade entre duas espécies diferentes, ou a causa pode ser uma variação presente na curva normal se há diferenças na susceptibilidade entre duas populações da mesma espécie. A susceptibilidade reduzida da cepa KS1 sem exposição prévia ao parasiticida ilustra que a variação genética dentro de uma espécie certamente poderia contribuir para o desenvolvimento de uma eventual resistência.

Pesquisa na base de dados Arthropod Pesticide Resistance (APRD) [57], acessível em http://www.pesticideresistance.com/, que usa uma qualificação de RR >-10 para ser considerada resistente revelou que para pulgas de interesse para os veterinários de pequenos animais houve 12 relatos de resistência a inseticidas para Ctenocephalides canis, 28 relatos de resistência para C. felis, e 13 para Pulex irritans. Nenhum desses relatórios referenciados pela APRD envolvem resistência a produtos químicos atualmente conhecidos para controle de pulgas em cães e gatos nos Estados Unidos. A resistência Ctenocephalides canis foi encontrada para BHC/ciclodienos, DDT e HCH-gama. Resistência a Ctenocephalides felis foi encontrado para bendiocarb, BHC/ciclodienos, carbaril, clordano, ciflutrina, cipermetrina, DDT, dieldrin, fenvalerato, fluvalinato, HCH-gama, malathion, e metoxicloro. Resistência a Pulex irritans foi encontrada para BHC/ciclodienos e DDT. A APRD também contém relatos de resistência a carrapatos de interesse para os veterinários que tratam de cães e gatos. Houve um relato de resistência a acaricidas para Amblyomma americanum, dois relatos de resistência para Dermacentor variabilis e 9 para Rhipicephalus sanguineus.

Para o Amblyomma americanum foi encontrada resistência para BHC/ciclodienos. Para o Dermacentor variabilis foi encontrada resistência para BHC/ciclodienos e DDT. Para o Rhipicephalus sanguineus, resistência encontrada para o amitraz, BHC/ciclodienos e organofosforados. A resistência a acaricidas em carrapatos que infestam cães e gatos não foi investigada de forma tão extensiva como a de carrapatos de bovinos, especialmente Rhipicephalus (Boophilus) microplus, que tem sido intensamente estudado, tanto devido à sua importância econômica para a indústria e porque a espécie é resistente a tantos compostos [58]. Para fornecer alguma perspectiva, a APRD contém 81 relatos de resistência de Rhipicephalus microplus aos seguintes produtos químicos: clorpirifós, cipermetrina, deltametrina, fipronil, flumetrina, e ivermectina [57]. Com relação os carrapatos encontrados em cães e gatos, uma cepa de Rhipicephalus sanguineus recolhida no Panamá foi comparada com cepas sensíveis de outras áreas e foi classificada como altamente resistente a permetrina e moderadamente resistente ao amitraz, e suscetível ao fipronil [25,59]. Relatórios sobre outras cepas de Rhipicephalus sanguineus sugerem que a resistência à deltametrina pode ocorrer, o que indica que a resistência aos acaricidas piretroides pode ser uma preocupação com este carrapato .

No entanto,estudos sugerem que a resistência varia entre as diferentes populações de Rhipicephalus sanguineus [59]. Estudos sinérgicos indicam que esterases podem estar envolvidas na resistência deste carrapato aos acaricidas piretroides.

O conceito de refugia aplicado à resistência a pulgas e carrapatos

O desenvolvimento de resistência é influenciado por muitos fatores. O fator principal é a pressão de seleção evolutiva que um produto químico coloca em cima de uma população de artrópodes. A porção da população de artrópodes que é exposta, em relação ao químico, influencia o resultado desta pressão. Se toda a população é exposta, então a pressão seletiva é aumentada em comparação com uma situação onde apenas uma pequena parte da população é exposta. "Refugium" é o termo usado quando parasitologistas ou entomologistas referem-se à porção da população da praga que não está exposta à substância química. O termo é comumente usado na medicina veterinária quando se discute a resistência de helmintos dos cavalos e ruminantes mas, para o conhecimento dos autores, não foi usada em discussões de resistência de pulgas e carrapatos parasitando cães e gatos. Refugia (plural de refugium) proporciona um reservatório de genes sensíveis aos pesticidas porque não há pressão seletiva sobre os parasitas não expostos ao(s) produto(s) químico(s). A gestão de refugia por rotação de pastagem e administração estratégica de anti-helmínticos, tratando-se apenas os animais mais fortemente parasitados, tem sido utilizado em cavalos e ruminantes para retardar a progressão da resistência de helmintos.

A situação com a resistência de pulgas e carrapatos de cães e gatos é diferente, porque a gestão de refugium não foi estudada ou usada de forma estratégica nessa área. Mas a melhor compreensão de refugia pode ajudar a explicar as diferenças de resistência que existem e podemos prever quais espécies serão mais propensas a desenvolver resistência no futuro. Diferenças em refugia ocorrem em diversos artrópodes parasitas devido a diferenças no seu ciclo de vida e biologia. Considere a pulga do gato. Ovos, larvas, pupas e adultos pré-emergidos de Ctenocephalides felis vivem no substrato em torno de seu hospedeiro. Enquanto o hospedeiro pode ser tratado com insecticida, áreas do ambiente frequentadas por hospedeiros alternativos que não foram expostos ao inseticida proporcionam refugia de ovos não expostos de pulgas, larvas, pupas e adultos pré-emergidos. Uma vez que parasitem um hospedeiro, as Ctenocephalides felis adultas são ectoparasitas bastante persistentes; no entanto, esta pulga infesta uma grande variedade de espécies de hospedeiros alternativos incluindo coiotes, raposas, linces, gambás, roedores, guaxinins, gambás, panteras, aves, bezerros e furões [4,5,42]. Pulgas de gatos que infestam hospedeiros não tratados, incluindo gatos selvagens, também fazem parte do refugium.

Considere o carrapato Rhipicephalus microplus. Este carrapato é resistente a produtos químicos mais do que qualquer outro [60]. O Rhipicephalus microplus é um carrapato de um só hospedeiro. Permanece no hospedeiro durante dois períodos de muda (larvas/ninfa e ninfa/adulto) [61]. Este carrapato infesta principalmente bovinos. Estas características do ciclo de vida proporcionam muito pouco refugia, o que tornou possível a erradicação nos Estados Unidos. Os únicos carrapatos não expostos ao tratamento foram os de bovinos não tratados. O programa de erradicação era e é exigido pelo governo federal, de modo que essencialmente todos os bovinos infestados por carrapatos nos Estados Unidos foram tratados. A falta de refugia poderia ser uma explicação parcial para a resistência onipresente vista nesta espécie de carrapato.

Considere os carrapatos Rhipicephalus sanguineus e Amblyomma spp. Eles são carrapatos de três hospedeiros [61]. Portanto, cada etapa (larvas, ninfas, adultos) deve encontrar um novo hospedeiro após uma muda no ambiente [61]. O Rhipicephalus sanguineus prefere um hospedeiro canino para cada fase da vida [61], que fornece refugia limitada para o carrapato marrom do cão, mas ainda assim maior do que a refugia de Rhipicephalus microplus. Isso ocorre porque as larvas e ninfas alimentadas de Rhipicephalus sanguineus realizam a muda no local; não estão, portanto, sob a pressão de seleção por acaricidas tópicos e, uma vez que cada muda é concluída, podem infestar um outro indivíduo diferente. Larvas e ninfas de Amblyomma spp. se alimentam de uma grande variedade de espécies, com carrapatos encontrados em numerosos ruminantes, outros animais selvagens e domésticos e seres humanos [61], proporcionando assim o aumento substancial de refugia em comparação com o carrapato marrom do cão. Larvas e ninfas de Amblyomma maculatum são encontradas em uma grande variedade de aves, coelhos, ratos, esquilos e ratos. Amblyomma maculatum adultos foram encontrados em cães domésticos, gatos, cavalos, gado, porcos, humanos e uma grande variedade de ruminantes (veados, cabras) e carnívoros (urso, bobcat, pantera, gambá, guaxinim, raposa, coiote) [62]. Este ciclo de vida fornece vasta refugia para Amblyomma spp., e outros carrapatos de 3 hospedeiros tais como Dermacentor spp. e Ixodes spp., e, por conseguinte, muito menos pressão de seleção para o desenvolvimento de resistência para estas espécies em comparação com o carrapato marrom do cão. Portanto, em qualquer situação de eficácia questionável, a identificação das espécies de carrapatos é útil, pois enquanto a deficiência de tratamento é uma causa em potencial, a suspeita de resistência do carrapato marrom do cão tem mais credibilidade do que a de qualquer outra espécie de carrapato que infesta cães e gatos.

Gerenciamento de Refugia (evitando administração química a uma proporção de indivíduos suscetíveis) é uma estratégia que tem sido empregada para reduzir a resistência no futuro [17,56], mas que não é empregado por médicos veterinários ao lidar com pulgas e carrapatos porque é impraticável e é provavelmente desnecessário quando se trata de pragas com grande refugia.

Alternativas a acaricidas e inseticidas

Vários patógenos em potencial de pulgas ou carrapatos têm sido propostos como agentes de controle biológico do parasita. Tais estratégias de controle das populações de pragas e manejo da resistência têm sido empregadas em outras áreas da entomologia. No entanto, até a presente data, alternativas semelhantes não foram muito bem sucedidas com pulgas e carrapatos. Entomopatogênicos (organismos que matam artrópodes) nematoides, como Neoaplectana carpocapsae [64] e Steinernema carpocapsae [63,65], e fungos, como Beauveria bassiana [66], foram estudados. Steinernema carpocapsae está disponível comercialmente, é considerado eficaz contra pulgas, e poderia ser eleito se o seu uso fosse prático e de eficácia comprovada. Este nematoide deve ser aplicado ao solo úmido (>-20% de umidade), entre outras coisas, o que limita sua praticidade e eficácia, particularmente porque a umidade do solo que melhor se adequa ao desenvolvimento de larvas de pulgas de gato é de 1 - 10% [63,65,67]. A vacinação de cães e gatos contra pulgas ou carrapatos pode ser possível no futuro, mas não é uma opção atual [5,68-70].

Estratégias para minimizar o desenvolvimento, progressão e impacto de resistência

O uso de um programa que se destina a ambos os estágios de vida da pulga, dos ambientais ao adulto, podem diminuir a taxa de desenvolvimento de resistência [5,71]. Tal abordagem pode envolver o uso de reguladores de crescimento de insetos (análogos de hormônio juvenil ou inibidores da síntese de quitina), ovicidas, adulticidas e intervenção física ou mecânica. Os médicos devem considerar a investigação do modo de ação dos agentes químicos usados atualmente contra pulgas e/ou carrapatos no ambiente ou em cães e/ ou gatos ao desenvolver seu programa de tratamento [38,43,72-74]. O desenvolvimento de um programa desse tipo é uma estratégia utilizada por veterinários que realizam um sistema de gestão integrada, que inclui educar a equipe veterinária e proprietários sobre a biologia de pulgas, instruindo os proprietários sobre a utilização adequada dos sistemas de controle mecânico (tais como passar o aspirador, lavar a roupa de cama dos pets, e o uso de armadilhas luminosas), distribuição de produtos que fornecem controle eficaz do estágio de vida ambiental e adulto da pulga, e fornecer expectativas realistas ao proprietário .

Tomar banho e nadar podem reduzir os níveis de inseticidas e acaricidas de alguns produtos de aplicação tópica [7,63]. Nenhum produto pode matar ou repelir imediatamente todas as pulgas ou carrapatos e é improvável que estes produtos terão 100% de eficácia durante toda a atividade de duração marcada no rótulo. Portanto, quando os cães e gatos são expostos a populações muito prolíferas de pulgas ou carrapatos, os proprietários podem continuar vendo pulgas e carrapatos, mesmo que os produtos estejam desempenhando satisfatoriamente seu papel. Ver pulgas em movimento, mas morrendo durante 1-3 meses após instituição de terapia adulticida mensal tópica deve ser esperado nesses casos. Ao investigar a resistência, é importante descartar falha do produto que ocorre devido à armazenagem incorreta, diluição, aplicação, ou condições climáticas ou ambientais incomuns [60]. As razões mais comuns para explicar relatos de falha de eficácia pelo proprietário do animal relacionam-se com o tratamento inconsistente com inseticidas e acaricidas (falha ao administrar o produto nos intervalos corretos ou para administrar o produto em si) ou exposição contínua ao parasita, este último um resultado da presença de animais selvagens infestados, no caso de pulgas, ou tratamento incompleto das instalações ou do meio ambiente, no caso de pulgas e carrapatos.

Independentemente do motivo para a aparente falta de eficácia, é importante entrar em contato com os fabricantes a respeito do uso de seus produtos, especialmente se houver suspeita de resistência. O departamento de serviço técnico pode ter sugestões úteis sobre como trabalhar o caso com o dono do animal e documentar a situação de forma acurada. Os fabricantes relatam todas as reclamações e relatos de falhas de eficácia para a agência governamental apropriada. São necessários mais estudos. Investigar resistência verdadeira e determinar que ela existe para uma população específica de parasitas e quanto ao uso de um inseticida específico/acaricida não é um processo fácil; isso leva tempo e custa dinheiro. A responsabilidade final do clínico veterinário é fornecer alívio de pulgas e carrapatos a animais de estimação e manter os proprietários dos animais satisfeitos. Se houver dúvida quanto à eficácia de um tratamento em especial, e este tratamento for um adulticida, então o médico pode realizar um teste básico para a susceptibilidade de tratamento, aplicando o produto no escritório, manter o paciente infestado em uma área controlada por determinado tempo e, em seguida, verificar se há parasitas adultos (se estiver confiante de que as pulgas recém-emergentes não vão saltar para o paciente na clínica). Este tipo de teste de impressão clínica não fornece uma medida precisa da resistência, mas pode fornecer uma estimativa da eficácia relativa, se o mesmo processo for repetido com um produto alternativo. Se muito menos parasitas infestantes são vistos no final do período de uso do produto, então por que não mudar? Ao testar um inseticida na clínica utilizando uma avaliação tal como descrito acima, é preciso ter cuidado na interpretação dos resultados. Este teste na clínica pode não refletir com precisão o modo como o produto irá agir na residência porque a atividade de ação completa não será medida. Alguns produtos apoiam-se fortemente em atividades ovicidas ou outros tipos de atividade não-adulticida, que podem não ser avaliados por este teste. Certamente não deve ser usado para condenar um inseticida particular, uma vez que essa avaliação é basicamente um n de 1.

O resultado de um experimento com apenas uma amostra de teste e nenhum grupo de controle não é definitivamente evidência científica sólida. Embora a falta de eficácia possa ser devida à resistência, também pode ser causada pela maneira como o produto se distribui, ou como é absorvido por cada animal, ou pode ser devido a uma inata sensibilidade reduzida. Mas clinicamente, independentemente do motivo, uma mudança pode ser necessária para proteger a saúde dos animais de estimação e proporcionar a satisfação do cliente. É importante, em cada caso, rever o histórico do paciente à procura de possíveis deficiências do programa de tratamento.

Conclusões

Quando falha da eficácia do inseticida ou acaricida é observada por um médico veterinário ou relatada pelo proprietário do animal, é essencial rever o histórico e olhar para uma potencial deficiência do tratamento, pois a causa final é muito menos provável de ser uma resistência verdadeira de pulgas e/ou carrapatos. Se a susceptibilidade reduzida ao tratamento é verificada, então outras causas mais comuns devem ser descartadas antes que a resistência possa ser considerada como provável. A resistência ao tratamento de pesticidas só se torna um diagnóstico preciso quando puder ser demonstrado que a população de parasitas se alterou em consequência da pressão de seleção criada por exposição prévia a um inseticida específico. Com respeito à dificuldade atual em encontrar provas de resistência, a opinião de um médico sobre a causa do problema de eficácia acabará por ser anedótica ao invés de comprovada a não ser que aconteça de encontrar um fabricante ou pesquisador acadêmico realizando um estudo de resistência. Independentemente da causa, a percepção da falta de eficácia pode exigir a revisão da abordagem de tratamento para satisfazer o proprietário e o veterinário.

Abreviações

Ache: acetilcolinesterase; APRD: banco de dados de resistência de artrópodes a pesticidas; BHC: hexaclorobenzeno; DDT: diclorodifeniltricloroetano; EPA: United States Environmental Protection Agency; FAO: Organização das Nações Unidas para Alimentação e Agricultura; FDA: United States Food and Drug Administration; GABA: ácido gama-aminobutírico; HCH: Hexa-cloro-ciclo; Kdr: resistência Knockdown; LIM: microarray de imersão larvar; PPT: teste pacote larval; nAChR: receptor de acetilcolina nicotínico; PCR: reação em cadeia da polimerase; Rdl: Resistência ao gene dieldrina; RR: Razão de Resistência; OMS: Organização Mundial da Saúde.

Conflito de interesses

TBC tem trabalhado para várias empresas farmacêuticas e foi reconhecido por contribuir na escrita, edição e pesquisa bibliográfica para muitos relatórios de estudos clínicos e documentos de marketing. MWD obteve financiamento de pesquisa e foi patrocinado por ministrar palestras por várias empresas farmacêuticas, incluindo a Merck Animal Health.

Contribuições dos autores

TBC propôs o artigo de revisão a MWD e forneceu o projeto, que MWD editou. TBC realizou a maior parte da pesquisa de literatura, redação e edição. MWD forneceu diretrizes, edição e expertise avançada na área do tópico. Ambos os autores concordaram com o texto apresentado para a editora e aprovaram a versão final do manuscrito

Agradecimentos

Os autores agradecem a MSD Saúde Animal, que forneceu financiamento para a pesquisa na literatura, redação e edição deste artigo de revisão. Os autores são os únicos responsáveis pelo conteúdo.

Detalhes dos Autores


1-Escrita Médica e Consultoria Veterinária, Overland Park, KS 66212, EUA.
2-Departamento de Medicina Diagnóstica e Patobiologia, Kansas State University, Manhattan, KS 66506, EUA.

Recebido: 04 de setembro de 2013 Aceito: 19 de dezembro de 2013 Publicado em: 6 de janeiro de 2014

Segurança do tratamento simultâneo de cães com fluralaner (Bravecto ™) e milbemicina oxima – praziquantel

Feli M Walther1*, Petr Fisara2, Mark J Allan1, Rainer KA Roepke1 and Martin C Nuernberger1

Resumo

Histórico: Fluralaner (Bravecto™; Merck/MSD Saúde Animal) é um novo ectoparasiticida sistêmico para cães, fornecendo um controle de carrapatos e pulgas de longa ação após uma única dose administrada por via oral. A milbemicina oxima e o praziquantel são usados rotineiramente para controlar Dirofilaria immitis e infecção por vermes intestinais em cães. A segurança do uso simultâneo de fluralaner com a associação milbemicina oxima e praziquantel (disponível comercialmente em comprimidos) foi avaliada, com especial atenção aos sintomas gastrintestinais, utilizando-se as doses orais máximas recomendadas – ou superiores.

Resultados: Alguns achados clínicos transitórios e de menor importância foram observados durante o período de estudo; entretanto, nenhum deles foi considerado relacionado ao tratamento simultâneo de fluralaner e a associação de milbemicina oxima com praziquantel, ou ao uso de cada produto isoladamente.

Conclusões: O tratamento simultâneo com o fluralaner, milbemicina oxima e praziquantel é bem tolerado em cães.

Palavras-chave: Bravecto™, Fluralaner, Cão, Segurança, Milbemicina Oxima, Praziquantel

Constatações

O fluralaner (Bravecto™; Merck/MSD Saúde Animal) é um produto inseticida e acaricida administrado de forma sistêmica. Vários estudos, incluindo um estudo de campo recente em cães, demonstraram que uma dose única de fluralaner, administrada por via oral na forma de comprimido mastigável, fornece um controle de pulgas e carrapatos por doze semanas [1]. A milbemicina oxima é ativa nos estágios larvais e adulto de nematoides intestinais, assim como estágios larvais do verme do coração Dirofilaria immiti presentes na corrente sanguínea. O praziquantel é ativo contra cestódeos e trematódeos [2,3]. Cães podem ser expostos simultaneamente a infestações de carrapatos e pulgas como também do verme do coração e vermes intestinais; portanto, os veterinários podem escolher administrar simultaneamente o fluralaner com a associação de milbemicina oxima com praziquantel. Para ambos princípios ativos podem ocorrer efeitos gastrintestinais leves e transitórios como vômitos, inapetência, salivação e diarreia após a administração por via oral.

Para confirmar a segurança do uso simultâneo de fluralaner e milbemicina oxima com praziquantel, particularmente com respeito aos sintomas gastrintestinais, foi conduzido um estudo em cães sadios. Comprimidos de fluralaner (Bravecto™) e da associação de milbemicina oxima com praziquantel, disponíveis comercialmente, foram administrados por via oral na dose de tratamento recomendada ou superior (dose de tratamento recomendada: 25–56 mg/kg de peso corporal para fluralaner, 0,5 - 5 mg/kg de peso corporal para milbemicina oxima, 5–50 mg/kg de peso corporal para o praziquantel).

Métodos

O estudo foi conduzido em Queensland, Austrália, com a autorização das autoridades regulatórias competentes (Departamento de Agricultura, Pesca e Florestal de Queensland, no. CA 2014/05/768). Vinte cães saudáveis, machos e fêmeas, de várias raças, entre 1,4 a 8,6 (média 5,3) anos de idade e pesando entre 5,8-33,9 (média 21,6) kg foram aleatoriamente distribuídos em dois grupos de estudo. Os cães foram ambientados por 7 dias antes do tratamento. No dia 0, foram administrados comprimidos mastigáveis de fluralaner e comprimidos da associação de milbemicina oxima com praziquantel, disponíveis comercialmente, aos cães do grupo de tratamento. Cães do grupo controle receberam apenas comprimidos da associação de milbemicina oxima com praziquantel.

As doses atuais administradas a cães de ambos os grupos de estudo estão apresentadas na Tabela 1. Cães de ambos os grupos foram alimentados logo após o tratamento, como recomendado pela bula do produto [2-4]. Cães de ambos os grupos foram avaliados quanto à saúde geral durante a primeira hora seguida ao tratamento e foram examinados por um veterinário às 2, 3, 4, 5, 6, 9, 12, 24, 36, 48, 60, 72 e 84 horas, e 4, 5, 6 e 7 dias após o tratamento. O veterinário buscou por anormalidades de comportamento, de locomoção, do pelame e da pele, da respiração, olhos, orelhas, focinho, cavidade oral, membranas mucosas, tempo de preenchimento capilar, pulso, vômitos, fezes e urina presentes na baia, e outras anormalidades visíveis. Os exames veterinários prosseguiram nos dias de estudo 16 e 28 (os exames incluíram a avaliação de anormalidades no comportamento, locomoção, ausculta do coração e do tórax, frequência cardíaca, frequência respiratória, pulso, mucosas, tempo de preenchimento capilar, palpação abdominal, gânglios linfáticos superficiais, pele, olhos, pupilas, ouvidos, focinho, boca, dentes, língua, ânus, vulva, orifício peniano, glândulas mamárias, testículos, articulações, pés, coxins, temperatura retal, condição corporal) e observação geral da saúde dos cães em suas baias duas vezes ao dia com pelo menos 6 horas de intervalo. O pesquisador do estudo veterinário avaliou todos os parâmetros gravados e todos os dados clínicos quanto a sua relação com o tratamento com fluralaner e/ou associação milbemicina oxima com praziquantel. Os pesos corporais foram registrados semanalmente.

Resultados e discussão

Durante o período de estudo de 4 semanas não foram encontradas alterações relacionadas ao tratamento simultâneo com fluralaner e milbemicina oxima mais praziquantel (grupo de tratamento), ou ao tratamento com milbemicina oxima mais praziquantel (grupo controle). Os cães estavam no estado pós-prandial quando foram tratados, assegurando a exposição sistêmica máxima ao fluralaner [5]. As observações clínicas foram programadas para abranger o período de maior exposição sistêmica à milbemicina oxima, praziquantel [2,3] e fluralaner [6]. Portanto, os sinais clínicos associados ao uso simultâneo de medicamentos - por exemplo, sintomas gastrointestinais - seriam provavelmente mais evidentes em todos esses momentos. No entanto, vômitos, diarreia, salivação excessiva ou outros sinais clínicos não foram observados em nenhum cão durante a primeira hora de observação clínica ou durante os frequentes exames veterinários realizados durante os primeiros dias após o tratamento. Achados clínicos ocasionais foram observados em cães individualmente a partir do grupo tratado e de controle no decorrer do estudo (Tabela 2). Os achados clínicos incluíram incidências de lesões individuais pequenas e leves da pele (ambos os grupos; inclui cicatriz, papiloma, pontos sensíveis, alopecia, eritema, laceração, escamação, sarna, arranhão), pequenas quantidades de secreção ocular serosa (ambos os grupos), excesso de cera de ouvido (grupo tratado), cálculo dental (ambos os grupos), descarga peniana (grupo controle), claudicação transitória imediatamente após o tratamento (grupo controle), arritmia sinusal (ambos os grupos; única ocorrência no grupo tratado 28 dias pós-tratamento) e fezes soltas com fezes normais (grupo tratado; única ocorrência sete dias pós-tratamento); todos esses achados clínicos eram leves e transitórios, em ambos os grupos, e nenhum deles afetou o estado geral de saúde dos cães. As observações no grupo tratado foram consideradas como não relacionadas com o tratamento simultâneo com fluralaner e milbemicina oxima mais praziquantel ou à utilização isolada de qualquer um dos produtos, pois uma incidência semelhante ocorreu no grupo controle, que já foram observadas no pré-tratamento e/ou no longo intervalo entre o tratamento e observação. Todas as observações foram consideradas como achados comuns em uma colônia canina. As observações no grupo controle foram consideradas como não sendo relacionadas com o tratamento com milbemicina oxima mais praziquantel, pois elas já tinham sido observadas no pré-tratamento e/ou são achados comuns em uma colônia canina.

Não houve mudanças óbvias na média dos pesos corporais durante o estudo (as médias de peso corporal para o grupo de tratamento foram 21,3 kg no pré-tratamento e 22,1 kg no final do estudo, e para o grupo controle 21,9 kg no pré-tratamento e 22,6 kg no final do estudo). Estes resultados são consistentes com os dados anteriores, comprovando que não há nenhuma evidência de interações entre Bravecto™ com outros medicamentos veterinários utilizados rotineiramente.

Conclusão

O tratamento concomitante com fluralaner, milbemicina oxima e praziquantel é bem tolerado em cães.

Conflito de interesses

FMW, PF, MJA, RKAR e MCN são funcionários da Merck/MSD Saúde Animal.

Contribuições dos autores

FMW, PF, MJA, RKAR e MCN foram os autores do delineamento do estudo, acompanharam o estudo e a interpretação dos resultados. Todos os autores revisaram e aprovaram a versão final do manuscrito.

Agradecimentos

Os autores agradecem Von Berky Serviços Veterinários, Kurwongbah, Queensland, Austrália quanto à assistência do estudo.

Perfil dos Autores

MSD Animal Health Innovation GmbH, Zur Propstei, 55270 Schwabenheim, Alemanha. 2MSD Saúde Animal, 26 Artisan Road, Sete Colinas, NSW 2172, na Austrália.

Recebido: 07 de agosto de 2014 Aceito: 06 de outubro de 2014 Publicado online: 15 outubro 2014

Referências

1. Rohdich N, Roepke RKA, Zschiesche E: A randomized, blinded, controlled and multi-centered field study comparing the efficacy and safety of Bravecto™ (fluralaner) against Frontline™ (fipronil) in flea- and tickinfested dogs. Parasit Vectors 2014, 7:83.

2. SPC_262851 milbemax chewable tablets for dogs. 2013, http://www.vmd.defra.gov.uk/ProductInformationDatabase/

3. SPC_262853 milbemax chewable tablets for small dogs and puppies. 2013, http://www.vmd.defra.gov.uk/ProductInformationDatabase/

4. European Commission: Community register of veterinary medicinal products, product information bravecto, annex 1 summary of product characteristics. 2014, http://www.ema.europa.eu/docs/en_GB/document_library/EPA R_-_Product_Information/veterinary/002526/ WC500163859.pdf

5. Walther FM, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: The effect of food on the pharmacokinetics of oral fluralaner in dogs. Parasit Vectors 2014, 7:84.

6. Kilp S, Ramirez D, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: Pharmacokinetics of fluralaner in dogs following a single oral or intravenous administration. Parasit Vectors 2014, 7:85.

7. Walther FM, Fisara P, Allan MJ, Roepke RKA, Nuernberger MC: Safety of the concurrent treatment of dogs with Bravecto™ (fluralaner) and Scalibor™ protectorband (deltamethrin). Parasit Vectors 2014, 7:105.


doi:10.1186/s13071-014-0481-y
Cite esse artigo como: Walther et al.: Safety of concurrent
treatment of dogs with fluralaner (Bravecto™) and milbemycin
oxime - praziquantel. Parasites & Vectors 2014 7:481.

Christina Wengenmayer1*, Heike Williams1, Eva Zschiesche1, Andreas Moritz2, Judith Langenstein2, Rainer KA Roepke1 and Anja R Heckeroth1

Resumo

Histórico: Patógenos transmitidos aos cães por carrapatos, como Anaplasma phagocytophilum, Babesia spp., Borrelia burgdorferi sensu lato, e Ehrlichia canis são um problema crescente no mundo. Um dos métodos para prevenir a transmissão do patógeno para os cães é matar os carrapatos antes que a transmissão aconteça. Fluralaner (Bravecto™) é um novo inseticida e acaricida isoxazolínico que proporciona atividade antiparasitária persistente após a administração sistêmica. Este estudo investigou a velocidade de eliminação de carrapatos Ixodes ricinus pelo fluralaner em cães.

Métodos: Um total de 48 cães foram aleatoriamente distribuídos para 8 grupos de 6 cães e cada cão foi infestado com 50 fêmeas e 10 machos de carrapatos de I. ricinus. Dois dias depois (dia 0), quatro grupos receberam um único tratamento de 25 mg fluralaner/kg de peso corporal na forma de comprimidos mastigáveis Bravecto™; os cães dos outros quatro grupos foram deixados sem tratamento. Grupos de controle e tratamento, separados, foram pareados em cada momento (4, 8, 12, ou 24 horas após o tratamento) para avaliação da eficácia de eliminação de carrapatos. Em 4, 8 e 12 semanas após o tratamento, todos os cães foram reinfestados com 50 fêmeas de carrapatos de I. ricinus e posteriormente avaliados por estarem vivos ou mortos em 4, 8, 12 ou 24 horas após a reinfestação. A eficácia foi calculada em cada marcação de tempo pela comparação entre o grupo de tratamento com o respectivo grupo controle.

Resultados: A eficácia de eliminação de carrapatos foi de 89,6% em 4 horas, 97,9% em 8 horas, e 100% em 12 e 24 horas após o tratamento. Às 8 horas após a reinfestação, a eficácia foi de 96,8%, 83,5%, e 45,8% em 4, 8, e 12 semanas após o tratamento, respectivamente. Pelo menos 98,1% de eficácia na eliminação de carrapatos foi demonstrada em 12 e 24 horas após a reinfestação ao longo de todo o período de estudo de 12 semanas.

Conclusões: O fluralaner mata rapidamente os carrapatos em 4 horas após o tratamento, e durante todo o seu período de 12 semanas de eficácia e atinge um efeito de eliminação quase completo no prazo de 12 horas após a infestação por carrapatos. O rápido efeito de eliminação dos carrapatos, juntamente com a longa duração da eficácia permite que o fluralaner auxilie na prevenção de doenças transmitidas por carrapatos.

Palavras-chave: Comprimidos Mastigáveis Bravecto™, Fluralaner, Velocidade de Eliminação, Cão, Carrapato, Ixodes ricinus, Doenças Transmitidas por Carrapatos, Eficácia

Histórico

Os carrapatos são um incômodo comum a humanos e animais, uma vez que não só se alimentam do sangue de seu hospedeiro, como também carregam inúmeros agentes patogênicos, tais como vírus, bactérias e parasitas. Através da picada, carrapatos infectados podem transmitir patógenos para ambos os hospedeiros animais, humanos e domésticos, especialmente cães [1,2]. Doenças transmitidas por vetores são um problema crescente em todo o mundo [3,4] devido ao aumento do número de animais de estimação, ao fato que mais proprietários viajam com seus animais de estimação, tal como a capacidade de vetores artrópodes de estabelecerem-se em novas localidades [5]. Carrapatos e doenças transmitidas por carrapatos estão se espalhando em todo o mundo e já não estão restritos a determinadas áreas. A prevenção de doenças transmitidas por carrapatos pode ser alcançada evitando-se habitats de carrapatos e pela remoção física de carrapatos de cães infestados. Uma melhor abordagem é a utilização de tratamentos capazes de repelir, ou de matar rapidamente, os carrapatos antes da transmissão – e, de preferência, com uma longa duração de eficácia [6-9]. Fluralaner (Bravecto™), um novo ectoparasiticida que pertence à nova classe dos compostos isoxazolínicos, é eficaz contra Ixodes ricinus, Ixodes scapularis, Dermacentor reticulatus, Dermacentor variabilis e Rhipicephalus sanguineus, ou seja, contra todas as espécies de carrapatos que potencialmente podem abrigar patógenos relevantes para os seres humanos e animais domésticos, tais como Anaplasma phagocytophilum, Babesia spp., Borrelia burgdorferi sensu lato, e Ehrlichia canis.

O modo de ação do fluralaner é através do antagonismo dos canais de cloro (tanto do receptor de ácido gama-aminobutírico (GABA) quanto do receptor de glutamato) que inibem fortemente o sistema nervoso artrópode [10], resultando em paralisia e morte de pulgas e carrapatos [11]. O fluralaner tem uma seletividade significativamente alta para neurônios de artrópodes em relação aos neurônios de mamíferos [10,12] e é bem tolerado pelos cães de pelo menos 8 semanas de idade, incluindo Collies MDR 1 (-/-) [13,14]. Em cães, o fluralaner tem uma meia-vida de eliminação muito longa, um longo tempo médio de permanência, um volume de distribuição aparente relativamente elevado, e um taxa de depuração baixa [15]. O longo tempo de permanência de fluralaner no plasma de cães resulta em uma atividade persistente de eliminação de pulgas e carrapatos por 12 semanas após um único tratamento por via oral [16]. A eficácia do fluralaner depende da fixação dos carrapatos à pele do hospedeiro, do início da ingestão de sangue e, assim, do composto ativo [11]. A alimentação continuada aumenta o risco de transmissão de patógenos de carrapatos para cães, mas normalmente a transmissão não ocorre imediatamente após a fixação do carrapato ao cão. Pelo contrário, uma fixação inicial e um período de alimentação de pelo menos 24 a 48 horas (período em que a reativação dos patógenos de carrapatos ocorre) são necessários antes que a transmissão ocorra, na maioria das doenças transmitidas por carrapatos [2]. Esse período de tempo entre a fixação e a transmissão permite a ação de um ectoparasiticida sistêmico como o fluralaner. Se os carrapatos infectados morrerem neste intervalo de tempo, a transmissão pode, provavelmente, ser evitada. Portanto, a velocidade de eliminação, definida como o tempo necessário para matar carrapatos já fixados ou para matar carrapatos após a reinfestação, é um fator importante na prevenção de doenças transmitidas por carrapatos.

Com base na afirmação acima descrita, dois estudos foram conduzidos para avaliar a velocidade de eliminação do fluralaner pela mensuração da eficácia em matar carrapatos as 4 e 8 horas (estudo 1) ou às 12 e 24 horas (estudo 2) após um único tratamento, e em vários pontos de tempo após a reinfestação destes cães durante todo o período de duração da eficácia de 12 semanas. Em ambos os estudos, carrapatos I. ricinus foram selecionados para infestar os cães, pois esta espécie é o vetor de uma das infecções mais comuns transmitidas por carrapatos, a doença de Lyme (causada por B. burgdorferi), no hemisfério norte temperado

Métodos

Ambos os estudos estavam em conformidade com as regulamentações de bem-estar animal alemãs, e a aprovação ética foi obtida antes do início do estudo pelo "Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz". Os estudos foram realizados em conformidade com os Princípios da OCDE de Boas Práticas de Laboratório (BPL) e os Princípios de BPL do Chemikaliengesetz alemão (lei dos produtos químicos). Ambos os estudos foram conduzidos como cegos, controlados, randomizados e de estudo de eficácia de controle negativos.

Delineamento do estudo

Os estudos investigaram a velocidade da eliminação de carrapatos I. ricinus pelo fluralaner. No total, 48 Beagles adultos saudáveis (>-7 anos), que não haviam sido tratados com nenhum produto de controle antiparasitário durante pelo menos 12 semanas antes do início deste estudo, foram incluídos. Antes da distribuição randômica, os cães foram pesados (intervalo 9,3-19,9 kg) e examinados clinicamente. Os cães participantes foram previamente infestados com 80 pulgas Ctenocephalides felis para demonstrar a sua susceptibilidade à infestação pelo parasita e para comprovar a ausência de inseticidas. A classificação dos cães foi feita pela contagem decrescente de pulgas (entre 63-80 pulgas/cão) e os cães foram distribuídos aleatoriamente em 8 grupos de estudo (4 grupos de tratamento e 4 grupos controle) de 6 cães cada um, utilizando uma lista de randomização gerada por computador.

Todos os cães foram mantidos dentro de casa. Durante os períodos sem infestação de parasitas, os cães mantiveram-se reunidos em seu grupo de estudo correspondente, enquanto que, durante os períodos de infestação por parasitas, todos os cães foram alojados individualmente. A temperatura nas instalações do alojamento variou entre 17-22° C e a umidade relativa entre 40 - 90%. Os cães foram alimentados com uma ração para cães padrão, disponível comercialmente, uma vez por dia, e água potável foi fornecida à vontade. Observações gerais de saúde foram realizadas uma vez por dia durante todo o estudo.

Tratamento

No dia 0 (isto é, no dia do tratamento), cães dos 4 grupos de tratamento receberam comprimidos mastigáveis de fluralaner com base no peso corpóreo individual para atingir um uma dose mínima de 25mg de fluralaner/ kg de massa corpórea. Os comprimidos mastigáveis de fluralaner foram administrados pela inserção no fundo da cavidade oral, em cima da língua, para iniciar a deglutição. Os cães receberam metade da sua ração diária em pelo menos 20 minutos antes do tratamento e o resto imediatamente depois. Cada cão foi observado continuamente por 1 hora após a administração para avaliar se os comprimidos mastigáveis foram cuspidos ou se os animais vomitaram, o que não aconteceu. Os cães dos 4 grupos controle não receberam tratamento.

Infestações de carrapatos e avaliações

Os carrapatos I. ricinus utilizados nos estudos foram criados em laboratório por pelo menos 2 gerações desde sua introdução, provenientes de vida livre (Europa). Infestações de carrapatos foram conduzidas em cães sedados com medetomidina nos dias -2, 28 (4 semanas), 56 (8 semanas) e 84 (12 semanas). A cada momento de infestação, cada cão foi infestado com 50 carrapatos fêmeas não alimentadas, aplicadas diretamente ao pelame do dorso, porção lateral e cabeça. Aproximadamente 10 carrapatos machos foram adicionalmente aplicados para fornecer às fêmeas de Ixodes melhores condições de fixação. Os cães infestados por carrapatos foram mantidos em baias individuais até a remoção dos parasitas. A carga de carrapatos (machos e fêmeas), em todos os cães de cada grupo pareado de tratamento e controle, foi avaliada tanto em 4 (±0.75), 8 (±0.75), 12 (±1.5), ou 24 (±1.5) horas após cada tratamento (semana 0) ou após a reinfestação (semanas 4, 8 e 12). O corpo inteiro de cada cão foi examinado e os carrapatos foram cuidadosamente removidos utilizando-se uma pinça. Os carrapatos foram classificados como vivos ou mortos, fixados ou não fixados, e foi feita sua contagem. As equipes que realizaram a classificação e contagem dos carrapatos foram cegadas para o status de tratamento de cada cão.

Análise estatística

A análise estatística foi realizada usando-se o pacote de software SAS* (SAS Institute Inc., Cary, NC, EUA, versão 9.2). O indivíduo animal foi a unidade estatística de todos os cálculos. A porcentagem da eficácia foi calculada para cada grupo de tratamento e ponto de tempo avaliado de acordo com a fórmula de Abbott: Eficácia (%) = 100 x (MC – MT) / MC, onde MC é a média geométrica de carrapatos vivos no grupo de cães controle e MT é a média geométrica de carrapatos vivos no grupo de cães em tratamento. No caso de contagem nula, a média geométrica de carrapatos (xg) foi calculada como segue: onde n é o número de animais, i o índice e xi é o número de carrapatos no animal i-th. A significância das diferenças foi avaliada entre as contagens logarítmicas do respectivo grupo controle não tratado para cada avaliação de ponto de tempo. Os grupos controle e em tratamento foram comparados usando-se um modelo linear misto que inclui o grupo de tratamento como um efeito fixo e agrupados em efeito aleatório. Os níveis de significância bicaudais para os testes F do modelo foram definidos para Į = 0.05.

Resultados

Nenhum efeito adverso ao tratamento foi observado em quaisquer dos 24 cães tratados com fluralaner durante o período de observação pós-tratamento de 12 semanas. As contagens médias de carrapatos e os resultados detalhados de eficácia estão demonstrados na Tabela 1. A eficácia de eliminação de carrapatos foi de 89,6% às 4 horas, 97,9% às 8 horas, e 100% as 12 e 24 horas após o tratamento. Oito horas após a reinfestação, a eficácia foi de 96,8%, 83,5%, e 45,8% às 4, 8, e 12 semanas após o tratamento, respectivamente. Pelo menos 98,1% de eficácia de eliminação de carrapatos foi demonstrada 12 e 24 horas após a reinfestação ao longo de todo o período de estudo de 12 semanas. As contagens de carrapatos em 4, 8, 12 ou 24 horas após o tratamento foram significativamente mais baixas (p<0,0001) em cães tratados com fluralaner em comparação com as contagens de carrapatos dos cães do grupo controle, sem tratamento. As contagens de carrapatos avaliadas em 8, 12 e 24 horas após a reinfestação também foram significativamente baixas (em todos os pontos de tempo p<0,0001; 8 horas após a reinfestação na semana 12: p<0,004) em cães em tratamento com fluralaner em comparação com o grupo controle sem tratamento. Contagens significativamente baixas de carrapatos também foram feitas 4 horas após a reinfestação na semana 4 (p<0,03).

Discussão

O fluralaner (Bravecto™) é o primeiro ectoparasiticida administrado por via oral que demonstra um período de eficácia estendido contra carrapatos. O presente estudo demonstra com clareza que o fluralaner mata rapidamente carrapatos com eficácia crescente ao longo do tempo, atingindo sua eficácia total em 12 horas durante todas as 12 semanas de duração da eficácia. O modo de ação sistêmico do fluralaner necessita de alguma captação do liquido corporal do hospedeiro pelos carrapatos. Seu rápido efeito de eliminação dos carrapatos limita essa captação a um curto período de tempo. Geralmente a transmissão de doenças por patógenos de carrapatos não ocorre imediatamente após a fixação do carrapato ao hospedeiro, mas após a alimentação contínua. Os agentes patogênicos são diretamente ativados nas glândulas salivares do carrapato antes da transmissão ou requerem um período de reativação para se replicar e migrar para as glândulas salivares [2]. Esse período de reativação se inicia com a fixação ao hospedeiro e a transmissão se realiza quando o carrapato regurgita o excesso de fluido na lesão .

Vários estudos foram conduzidos para avaliar o tempo necessário para a transmissão de patógenos [9,19- 21]. Carrapatos infectados foram liberados para alimentar-se em hospedeiros animais por determinados períodos de tempo. Após a remoção dos carrapatos, o hospedeiro foi avaliado quanto a presença ou ausência do patógeno, ou uma reação imune específica. Se os dados indicassem que o hospedeiro estava em contato com o patógeno, o tempo pelo qual o carrapato ficou fixado ao hospedeiro foi considerado suficiente para a transmissão do patógeno. Por exemplo, a transmissão de B. burgdorferi para ratos por ninfas Ixodes não ocorreu antes de 24 horas após a fixação: 0 dos 18 ratos foram infectados por B. burgdorferi após exposição a ninfas I. ricinus durante 24 ou 48 horas, e nenhum dos 58 camundongos foi infectado por B. burgdorferi após exposição por ninfas I. scapularis por 24 horas [20,21]. Para a Babesia canis, a sua transmissão para cães a partir de carrapatos D. reticulatus infectados não ocorreu antes de 48 horas [19]. Além disso, Prullage et al. concluíram que as taxas de transmissão de B. burgdorferi, A. phagocytophilum, e B. microti caem significativamente se os carrapatos são impedidos de se alimentar por mais de 24 horas.

Uma vez que a transmissão é possível, a probabilidade de que o patógeno seja transmitido aumenta significativamente e continua a aumentar com a duração do repasto sanguíneo [21]. Comparando-se esses tempos de transmissão com os resultados do nosso estudo, nós concluímos que o fluralaner mata os carrapatos antes que seja feita a transmissão efetiva dos patógenos Borrelia e Babesia. Os patógenos A. phagocytophilum e E. canis são abrigados no intestino médio, mas podem também ser encontrados nas glândulas salivares, o que faz com que uma transmissão precoce seja possível. Por exemplo, a transmissão do A. phagocytophilum por ninfas de I. scapularis para ratos ocorre dentro das primeiras 24 horas [20] e a transmissão de E. canis ocorre dentro de 3-6 horas [9]. Portanto, o risco de transmissão de tais patógenos não pode ser completamente excluído quando se considera a velocidade de eliminação de carrapatos pelo fluralaner e os tempos de transmissão relatados na investigação laboratorial. Entretanto, esses estudos foram conduzidos sob condições de laboratório; todas as variáveis existentes do estado natural vetor:hospedeiro (p.ex., taxa de infecção do vetor e pressão, interrupção do repasto do carrapato, variações de idade, raça, e estado de imunidade do hospedeiro, e presença de outros hospedeiros-reservatórios) não podem ser reproduzidas em laboratório. Mais importante: em vários estudos conduzidos com cães, o uso de produtos comerciais acaricidas protegeu de uma infecção por A. phagocytophilum ou E. canis [8,23- 27]. Esses produtos são descritos por terem uma velocidade mais lenta de eliminação do carrapato (i.e, o tempo necessário após tratamento/reinfestação para matar >90% dos carrapatos fixados) em comparação com o fluralaner [23,28- 31]. Portanto é provável que o fluralaner tenha pelo menos a mesma capacidade de impedir a infecção por A. phagocytophilum ou E. canis em cães.

O modo de ação sistêmico do fluralaner acrescenta algumas outras vantagens sobre outras substâncias de uso tópico ou por coleira e que permanecem na superfície do cão. Uma queda na eficácia carrapaticida devido à perda da coleira ou pelo banho é possível após o uso dos respectivos produtos. Além disso, o fato de que os carrapatos sejam mortos após o repasto de sangue de um cão tratado com fluralaner também reduz a possibilidade de que outro cão seja infectado, como pode acontecer com uso de uma só substância ativa repelente. Adicionalmente à rápida velocidade de eliminação de carrapatos e o modo de ação sistêmico, a longa duração de eficácia do fluralaner beneficia os proprietários, necessitando de menos tratamentos através do tempo do que outros produtos acaricidas de aplicação mensal disponíveis no mercado. O frequente e consistente uso de ectoparasiticidas é uma ferramenta poderosa na prevenção das doenças transmitidas por carrapatos. Entretanto, a taxa de aderência do proprietário ao tratamento é geralmente baixa [32,33], resultando na desproteção do cão [34], i.e., quando tratamentos mensais não são readministrados no intervalo de tratamento recomendado. Isso coloca não só a saúde do cão em risco, mas também a de outros cães e de humanos, pois um cão não tratado é um reservatório de patógenos em potencial. Portanto, um ectoparasiticida com uma rápida velocidade de eliminação e longa duração de eficácia como o fluralaner (Bravecto™) auxilia na prevenção e no controle de doenças transmitidas por carrapatos.

Conclusões

O fluralaner mata carrapatos rapidamente após 4 horas de tratamento, e também durante seu período de eficácia de 12 semanas; ele atinge quase completamente seu efeito de eliminação dentro de 12 horas após a infestação de carrapatos. O modo de ação sistêmico do fluralaner é vantajoso, já que supera a diminuição da eficácia devido à perda da coleira ou contato do animal com a água. As 12 semanas de duração da eficácia são um benefício adicional pois vencem a baixa aderência do proprietário com relação ao retratamento. O rápido efeito de eliminação de carrapatos, junto com sua longa duração de eficácia, permite ao fluralaner o auxílio à prevenção de doenças transmitidas pelos carrapatos.

Conflito de interesses

Christina Wengenmayer, Heike Williams, Rainer Roepke, e Anja Heckeroth são funcionários da Merck / MSD Saúde Animal e conduziram estes estudos como parte de um programa de pesquisa para avaliar a segurança e eficácia de fluralaner para o tratamento de pulgas e carrapatos em cães e gatos.

Contribuições dos autores

O delineamento do estudo, o protocolo e o relatório foram preparados por CW, HW, RR, e AH. O estudo foi realizado na MSD Saúde Animal e EZ concluiu os cálculos estatísticos. JL resumiu dados para doenças transmitidas por carrapatos. CW, AM, e AH redigiram os manuscritos e todos os autores revisaram e aprovaram a versão final.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer a todos os funcionários da MSD Saúde Animal pela sua assistência e contribuição neste trabalho

Perfil dos autores

MSD Animal Health Innovation GmbH, Zur Propstei, 55270 Schwabenheim, Alemanha. 2Department of Veterinary Clinical Sciences, Clinical Pathophysiology and Clinical Pathology, JustusLiebig-University Giessen, Giessen, Alemanha.

Referências

1. Chomel B: Tick-borne infections in dogs-an emerging infectious threat. Vet Parasitol 2011, 179:294–301.

2. Little SE: Changing paradigms in understanding transmission of canine tick-borne diseases: the role of interrupted feeding and intrastadial transmission. In 2nd Canine Vector-Borne Disease (CVBD) Symposium. Mazara del Vallo, Sicily, Italy; 2007:30–34.

3. Dantas-Torres F, Chomel BB, Otranto D: Ticks and tick-borne diseases: a One health perspective. Trends Parasitol 2012, 28:437– 446. 4. Piesman J, Eisen L: Prevention of tick-borne diseases. Annu Rev Entomol 2008, 53:323–343.

5. Irwin PJ: It shouldn't happen to a dog … or a veterinarian: clinical paradigms for canine vector-borne diseases. Trends Parasitol 2014, 30:104–112.

6. Otranto D, Dantas-Torres F, Breitschwerdt EB: Managing canine vector-borne diseases of zoonotic concern: part two. Trends Parasitol 2009, 25:228–235.

7. Jongejan F, Fourie JJ, Chester ST, Manavella C, Mallouk Y, Pollmeier MG, Baggott D: The prevention of transmission of Babesia canis canis by Dermacentor reticulatus ticks to dogs using a novel combination of fipronil, amitraz and (S)-methoprene. Vet Parasitol 2011, 179:343–350.

8. Fourie JJ, Luus HG, Stanneck D, Jongejan F: The efficacy of Advantix to prevent transmission of Ehrlichia canis to dogs by Rhipicephalus sanguineus ticks. Parasite 2013, 20:36.

9. Fourie JJ, Stanneck D, Luus HG, Beugnet F, Wijnveld M, Jongejan F: Transmission of Ehrlichia canis by Rhipicephalus sanguineus ticks feeding on dogs and on artificial membranes. Vet Parasitol 2013, 197:595–603.

10. Gassel M, Wolf C, Noack S, Williams H, Ilg T: The novel isoxazoline ectoparasiticide fluralaner: selective inhibition of arthropod gammaaminobutyric acid- and L-glutamate-gated chloride channels and insecticidal/acaricidal activity. Insect Biochem Mol Biol 2014, 45:111–124.

11. Bravecto EPAR summary for the public. European Medicines Agency http://www.ema.europa.eu/docs/en_GB/document_library/ EPAR_-_Summary_for_the_public/veterinary/002526/WC50016 3861.pdf

12. Ozoe Y, Asahi M, Ozoe F, Nakahira K, Mita T: The antiparasitic isoxazoline A1443 is a potent blocker of insect ligand-gated chloride channels. Biochem Biophys Res Commun 2010, 391:744– 749.

13. Walther FM, Allan MJ, Roepke RK, Nuernberger MC: Safety of fluralaner chewable tablets (Bravecto), a novel systemic antiparasitic drug, in dogs after oral administration. Parasit Vectors 2014, 7:87.

14. Walther FM, Paul AJ, Allan MJ, Roepke RK, Nuernberger MC: Safety of fluralaner, a novel systemic antiparasitic drug, in MDR1(í/í) Collies after oral administration. Parasit Vectors 2014, 7:86.

15. Kilp S, Ramirez D, Allan MJ, Roepke RK, Nuernberger MC: Pharmacokinetics of fluralaner in dogs following a single oral or intravenous administration. Parasit Vectors 2014, 7:85.

16. Rohdich N, Roepke RK, Zschiesche E: A randomized, blinded, controlled and multi-centered field study comparing the efficacy and safety of Bravecto (fluralaner) against Frontline (fipronil) in flea- and tick-infested dogs. Parasit Vectors 2014, 7:83.

17. Stanek G, Wormser GP, Gray J, Strle F: Lyme borreliosis. Lancet 2012, 379:461–473.

18. Kidd L, Breitschwerdt EB: Tranmission times and prevention of tickborne diseases in dogs. Compend Contin Educ Pract Vet 2003, 10:742–751.

19. Heile CH, Hoffmann-Köhler P, Weimann A, Schein E: Uebertragungszeiten von durch Zecken übertragenen Erregern beim Hund: Borrelien, Anaplasmen/Ehrlichien und Babesien. Praktischer Tierarzt 2007, 88:584–590.

20. des Vignes F, Piesman J, Heffernan R, Schulze TL, Stafford KC III, Fish D: Effect of tick removal on transmission of Borrelia burgdorferi and Ehrlichia phagocytophila by Ixodes scapularis nymphs. J Infect Dis 2001, 183:773–778.

21. Crippa M, Rais O, Gern L: Investigations on the mode and dynamics of transmission and infectivity of Borrelia burgdorferi sensu stricto and Borrelia afzelii in Ixodes ricinus ticks. Vector Borne Zoonotic Dis 2002, 2:3–9.

22. Prullage JB, Hair JA, Everett WR, Yoon SS, Cramer LG, Franke S, Cornelison K, Hunter JS 3rd: The prevention of attachment and the detachment effects of a novel combination of fipronil, amitraz and (S)-methoprene for Rhipicephalus sanguineus and Dermacentor variabilis on dogs. Vet Parasitol 2011, 179:311–317.

23. Davoust B, Marie JL, Mercier S, Boni M, Vandeweghe A, Parzy D, Beugnet F: Assay of fipronil efficacy to prevent canine monocytic ehrlichiosis in endemic areas. Vet Parasitol 2003, 112:91–100.

24. Fourie JJ, Ollagnier C, Beugnet F, Luus HG, Jongejan F: Prevention of transmission of Ehrlichia canis by Rhipicephalus sanguineus ticks to dogs treated with a combination of fipronil, amitraz and (S)-methoprene (CERTIFECT(R)). Vet Parasitol 2013, 193:223–228.

25. Otranto D, Paradies P, Testini G, Latrofa MS, Weigl S, Cantacessi C, Mencke N, de Caprariis D, Parisi A, Capelli G, Stanneck D: Application of 10% imidacloprid/50% permethrin to prevent Ehrlichia canis exposure in dogs under natural conditions. Vet Parasitol 2008, 153:320–328.

26. Blagburn BL, Spencer JA, Butler JM, Land™, Billeter SA, Dykstra CC, Stafford KC, Pough MB, Levy SA, Endrizzi M, Hostetler J: Prevention of transmission of Borrelia burgdorferi and Anaplasma phagoyctophilum from ticks to dogs using K9 Advantix and Frontline Plus applied 25 days before exposure to infected ticks. Intern J Appl Res Vet Med 2005, 3:69–75.

27. McCall JW, Baker CF, Mather TN, Chester ST, McCall SD, Irwin JP, Young SL, Cramer LG, Pollmeier MG: The ability of a topical novel combination of fipronil, amitraz and (S)-methoprene to protect dogs from Borrelia burgdorferi and Anaplasma phagocytophilum infections transmitted by Ixodes scapularis. Vet Parasitol 2011, 179:335–342.

28. Fourie JJ, Beugnet F, Ollagnier C, Pollmeier MG: Study of the sustained speed of kill of the combination of fipronil/amitraz/(S)- methoprene and the combination of imidacloprid/permethrin against Dermacentor reticulatus, the European dog tick. Parasite 2011, 18:319–323.

29. Kunkle BN, Everett WR, Yoon SS, Beugnet F, Pollmeier M: Study of the sustained speed of kill of the combination fipronil/amitraz/(S)- methoprene and the combination imidacloprid/permethrin against newly acquired Dermacentor variabilis (American Dog Tick). Intern J Appl Res Vet Med 2012, 10:42–47.

30. Hunter JS 3rd, Baggott D, Everett WR, Fourie JJ, Cramer LG, Yoon SS, Collidor N, Mallouk Y, Lee L, Blair J, Prullage JB: Efficacy of a novel topical combination of fipronil, amitraz and (S)-methoprene for treatment and control of induced infestations of brown dog ticks (Rhipicephalus sanguineus) on dogs. Vet Parasitol 2011, 179:318–323.

31. Baker CF, Hunter JS 3rd, McCall JW, Young DR, Hair JA, Everett WR, Yoon SS, Irwin JP, Young SL, Cramer LG, Pollmeier MG, Prullage JB: Efficacy of a novel topical combination of fipronil, amitraz and (S)- methoprene for treatment and control of induced infestations with four North American tick species (Dermacentor variabilis, Ixodes scapularis, Amblyomma americanum and Amblyomma maculatum) on dogs. Vet Parasitol 2011, 179:324–329.

32. Beck S, Schein E, Baldermann C, von Samson-Himmelstjerna G, Kohn B: [Tick infestation and tick prophylaxis in dogs in the area of Berlin/ Brandenburg–results of a questionnaire study]. Berl Munch Tierarztl Wochenschr 2013, 126:69–76.

33. Mencke N: Future challenges for parasitology: vector control and 'One health' in Europe: the veterinary medicinal view on CVBDs such as tick borreliosis, rickettsiosis and canine leishmaniosis. Vet Parasitol 2013, 195:256–271.

34. Leschnik M, Feiler A, Duscher GG, Joachim A: Effect of ownercontrolled acaricidal treatment on tick infestation and immune response to tickborne pathogens in naturally infested dogs from Eastern Austria. Parasit & Vectors 2013, 6:62.


doi:10.1186/s13071-014-0525-3
Cite esse artigo como: Wengenmayer et al.: The speed of kill of
fluralaner (Bravecto™) against Ixodes ricinus ticks on dogs.
Parasites & Vectors 2014 7:525.